Molekulargenetik

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* Akkreditiertes Verfahren nach DIN EN ISO 15189:2024

Ataxie mit Okulomotorischer Apraxie Typ 1 (AOA1) – APTX

OMIM: 208920 (AOA1)

Hintergrund

Die bereits im frühen Kindesalter (ca. 2-10 Jahre) auftretende AOA1 ist eine autosomal-rezessive, langsam fortschreitende zerebelläre Ataxie. Initiale Symptome sind Unsicherheit beim Gang, Dyarthrie sowie Dysmetrie der oberen Extremitäten mit leichtem Intentionstremor. Die okulomotorischen Apraxie (Augenbewegungsstörung) manifestiert sich häufig erst später und kann sich dann zu einer externen Ophthalmoplegie entwickeln. Häufig kommt es zur Areflexie, gefolgt von einer peripheren Neuropathie. In einigen AOA1-Fällen sind verminderte Konzentrationen von Coenzym Q10 in Biopsien der quergestreiften Muskulatur gefunden worden. Ursächlich für AOA1 sind Mutationen des Aprataxin-Gens (APTX) auf Chromosom 9p13.

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

EDTA-Blutproben für molekulargenetische Untersuchungen können in der Regel ungekühlt mit der Post verschickt werden.
Bitte beschriften Sie alle Probengefäße eindeutig mit Namen und Geburtsdatum des Patienten. Nicht eindeutig beschriftete Proben können nicht bearbeitet werden. Bitte benutzen Sie unsere Anforderungsscheine (incl. Patienteneinverständnis-Erklärung). Hier können alle erforderlichen Angaben zur Anforderung von Untersuchungen eingetragen werden.

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Bei humangenetischen Untersuchungen ist wichtig, ob es sich um eine diagnostische Abklärung bei einem Erkrankten oder um (prädiktive) Testung einer Risikoperson auf Anlageträgerschaft für eine in der Familie bekannte Mutation handelt. Bei prädiktiven genetischen Untersuchungen ist gemäß GenDG eine vorherige genetische Beratung verpflichtend gefordert.

Methode

Aus der Blutprobe wird genomische DNA isoliert und alle Exons sowie deren flankierende Bereiche werden mittels DNA-Sequenzierung untersucht. Analyse auf Duplikationen/Deletionen erfolgt mittels MLPA Analyse (Multiplex Ligation-dependent Probe Amplification). Zusätzlich ist das Gen Bestandteil unseres NGS-Ataxiepanels.

Dauer der Untersuchung: bis zu 4 Wochen nach Probeneingang
Kosten: auf Anfrage

Ataxie mit Okulomotorischer Apraxie Typ 2 (AOA2) – SETX

OMIM: 606002 (AOA2)

Hintergrund

AOA2, auch bekannt als rezessive spinozerebelläre Ataxie vom nicht-Friedreich Typ 1 (SCAR1), manifestiert sich meist etwas später als AOA1 (ca. 7-25 Jahre). Hauptsymptome sind progressive zerebelläre Ataxie mit peripherer Neuropathie und zerebelläre Atrophie. In nahezu allen Patienten findet man erhöhte a-Fetoprotein- (AFP-)Konzentrationen. Die namensgebende okulomotorische Apraxie hingegen ist bei dieser Form nicht unbedingt zu beobachten und kommt nur in ca. 50% der Fälle vor. Ursächlich für AOA2 sind Mutationen im Senataxin-Gen (SETX) auf Chromosom 9q34.

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Dauer der Untersuchung: bis zu 4 Wochen nach Probeneingang
Kosten: auf Anfrage

Ataxien, spinozerebelläre autosomal-dominante (SCA) *

OMIM: 164400 (SCA1), 183090 (SCA2), 109150 (MJD, SCA3), 183086 (SCA6), 164500 (SCA7), 607136 (SCA17)

Hintergrund

Bei den autosomal-dominant vererbten spinozerebellären Ataxien (ADCA) handelt es sich um eine klinisch und genetisch heterogene Gruppe von Erkrankungen, die mittlerweile >28 Unterformen umfasst, deren genetische Ursache noch nicht bei allen Formen bekannt ist.

Gemeinsames Merkmal der SCA-Unterformen ist die zerebelläre Symptomatik mit Ataxie, Dysarthrie und Nystagmus. Die Symptome der einzelnen Unterformen überlappen jedoch erheblich, wodurch die klinische Differenzierung oftmals sehr schwierig oder unmöglich ist. Die Prävalenz der ADCAs liegt in Europa bei 1-2/100000. In Westdeutschland findet man am häufigsten SCA3/Machado-Joseph-Krankheit/MJD (35%) bzw. SCA6 (25%). Bei fast allen SCA-Formen, bei denen die genetische Ursache der Symptomatik aufgedeckt werden konnte, fand sich eine pathologische Expansion eines repetitiven Sequenzabschnitts (Ausnahme u.a. SCA14). Meist handelt es sich dabei um einen (CAG)_n Block in kodierenden Bereichen eines Gens, weshalb diese SCA-Formen wie Morbus Huntington, dentatorubrale-pallidolysiane Atrophie (DRPLA) u.a. zu den Polyglutaminerkrankungen gerechnet werden. Eine weitere Expansion eines solchen, bereits verlängerten Segmentblocks bei Vererbung auf die Nachkommen erklärt das in vielen SCA-Familien zu beobachtende Phänomen der Antizipation, d.h. die Erniedrigung des Erkrankungsalters in nachfolgenden Generationen.

SCA Unter- form	Triplett Motiv	Gen	Normal- allel	ungewisser Bereich*	reduzierte Penetranz	patho- logisches Allel, volle Penetranz	extrem lange Allele (juvenile Manifes- tation)
SCA2	(CAG)_n	ATXN2	14-31	32-34	–	≥35	-500
SCA3/MJD	(CAG)_n	ATXN3	11-44	45-59	–	61-87
SCA1	(CAG)_n	ATXN1	6-38		–	39-44
SCA6	(CAG)_n	CACNA1A	4-18	–	19	20-33
SCA7	(CAG)_n	ATXN7	4-19	28-33	34-35	≥36	-460
SCA17	(CAG)_n	TBP	25-42	–	43-48	49-66

* widersprüchliche Ergebnisse veröffentlicht
Tabelle modifiziert nach Sequeiros J, Seneca S and Martindale J: Consensus and controversies in best practices for molecular genetic testing of the spinocerebellar ataxias. Eur J Hum Genet 18:1173-6, 2010

Referenzbereiche der Repeat-Längen nach http://www.scabase.eu

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Aus der Blutprobe wird genomische DNA isoliert und der CAG-Triplett Abschnitt des betreffenden Gens mittels PCR amplifiziert. Die Längenbestimmung der PCR-Produkte und die daraus resultierende Anzahl der CAG-Tripletts erfolgt mittels Kapillarelektrophorese. Bei unauffälligen Befunden kann eine weitere Abklärung mittels unseres NGS-Ataxiepanels erfolgen.

Dauer der Untersuchung: bis zu 4 Wochen nach Probeneingang
Kosten: auf Anfrage

Akkreditiertes Verfahren nach DIN EN ISO 15189:2024

Ataxien, spinozerebelläre autosomal-dominante (SCA14)

OMIM: 605361 (SCA14)

Hintergrund

Die SCA14 gehört zu den seltenen Formen der dominanten Ataxien. Charakteristisch für SCA14 ist langsam fortschreitende zerebelläre Ataxie, Dysarthrie und Nystagmus. Häufig treten auch extrapyramidale Symptome wie Dystonie, Tremor oder Myoklonus auf. Das Erkrankungsalter variiert zwischen dem 10. und 60. Lebensjahr. Ursächlich für die Erkrankung sind Mutationen im Gen für die Proteinkinase C Gamma (PRKCG).

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Aus der Blutprobe wird genomische DNA isoliert und alle Exons sowie deren flankierende Bereiche werden mittels DNA-Sequenzierung untersucht. Zusätzlich ist das Gen Bestandteil unseres NGS-Ataxiepanels.

Dauer der Untersuchung: bis zu 4 Wochen nach Probeneingang
Kosten: auf Anfrage

Canavan Syndrom

OMIM: 271900 (Canavan), 608034 (ASPA)

Hintergrund

Das Canavan Syndrom ist eine autosomal rezessiv vererbte Stoffwechselkrankheit, bei der die Myelinschicht abgebaut wird, welche die Nerven im Gehirn schützend umgibt. Beim genetischen Defekt der Canavan-Krankheit besteht ein Mangel des Enzyms Aspartoazylase. Dieser Enzymmangel bewirkt, dass die Aminosäure N-Acetylaspartat im Gehirn nicht abgebaut werden kann. Durch die Ansammlung von N-Acetylaspartat (NAA) wird Myelin zerstört, die weiße Substanz wird “schwammig”. Die Patienten fallen meist durch Makrozephalie auf; schon in den ersten 3-9 Lebensmonaten verlernen die Kinder bis dahin entwickelte (psycho-)motorische Fähigkeiten wie beispielsweise Kopf halten, Drehen und Sitzen. Hinzu kommt anfangs muskuläre Hypotonie (Spannungsarmut), die in spastische Lähmungen übergeht, sowie Krampfanfälle. Bei Kernspinaufnahmen des Gehirns lassen sich diffuse Veränderungen der weißen Hirnsubstanz, des Myelins, erkennen. Viele Patienten sterben bereits in den ersten Lebensjahren, die meisten werden nicht einaml 10 Jahre alt. Der Krankheitsverlauf ist progressiv, durch zunehmende Lähmungen können sich die Kinder nicht mehr richtig bewegen und teilweise keine Nahrung aufnehmen. Hinzu können dann Blindheit, teilweise auch Taubheit, kommen [1;2;3].

Die Diagnose kann durch die abnorme Ausscheidung von N-Acetylaspartat (NAA) im Urin, durch Enzymbestimmung der Aspartoazylase in Fibroblasten und über das typische Kernspinbild gestellt [1;2;3] und abschließend mit einer molekulargenetischen Untersuchung bestätigt werden. Inzwischen wurden ?55 Mutationen im Aspartoazylase (ASPA)-Gen (17pter-p13; 6 Exons) veröffentlicht.

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Aus der Blutprobe wird genomische DNA isoliert, und für Mutationsanalysen im ASPA-Gen (NM__000049) werden die sechs Exons mittels Polymerase-Kettenreaktion (PCR) amplifiziert und unter Einschluss der konservierten Exon/Intron-Grenzen direkt sequenziert. Zusätzlich wird eine Duplikations- bzw. Deletions-screening mittels Multiplex ligation dependent probe amplifications (MLPA) im ASPA-Gen (MRC-Holland; P025-A2) durchgeführt.

Dauer der Untersuchung: bis zu 4 Wochen nach Probeneingang
Kosten: auf Anfrage

Zusätzliche Informationen zur Canavan Erkrankung:

[1] Datenbank Orphanet
[2] Datenbank NCBI; GeneReviews
[3] Bundesverein Leukodystrophie e.V

Caveolinopathie (LGMD1C)

OMIM: 607801 (LGMD1C), 606072 (Muscle Rippling Disease), 614321 (Myopathy distal), 601253 (CAV3)

Hintergrund

Muskeldystrophien sind eine klinisch und genetisch heterogene Gruppe primär degenerativer, progressiv verlaufender Muskelerkrankungen. Das Manifestationsalter der Erkrankungen ist sehr variabel. Die Klassifikation der vielen Formen der Muskeldystrophien erfolgt heute zumeist auf Grund ihrer defekten Genprodukte und der Vererbungsmuster. Eine Untergruppe der Muskeldystrophien stellen die Gliedermuskeldystrophien (limb girdle muscular dystrophy, LGMD) dar. LGMDs werden in autosomal dominante (LGMD1A-1D) und rezessiv (LGMD2A-J) vererbte Formen unterteilt.

Die Caveolinopathie (LGMD1C) ist eine autosomal dominant vererbte GliedergürtelMuskeldystrophie. Sie wird verursacht durch Mutationen im Caveolin-3 Gen (CAV3) auf Chromosom 3p25. Die langsam progrediente Erkrankung beginnt vor dem 10. Lebensjahr. Die Gehfähigkeit bleibt meist bis ins Erwachsenenalter erhalten. In seltenen Fällen wurde auch Herzbeteiligung beobachtet. Als Ursache für die LGMD1C wurden bislang neun Punktmutationen und zwei Deletion beschrieben. CAV3-Mutationen verursachen neben der LGMD1C auch Krankheitsbilder wie „muscle rippling disease“ (mechanisch ausgelöste Kontraktionen der Skelettmuskulatur), distale Myopathie, isolierte Hyper-CK-Ämie ohne klinische Manifestationen und hypertrophe Kardiomyopathie. Üblicherweise liegen CAV3-Mutationen in heterozygoter Form vor. Vereinzelnd zeigen homozygot Betroffene ein deutlich schwerer ausgeprägtes Krankheitsbild.

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Aus der Blutprobe wird genomische DNA isoliert, und für Mutationsanalysen im CAV3-Gens (NM_033337) werden die beiden Exons mittels Polymerase-Kettenreaktion (PCR) amplifiziert und unter Einschluss der konservierten Exon/Intron-Grenzen direkt sequenziert. Zusätzlich ist das Gen Bestandteil unseres NGS-Muskelpanels.

Dauer der Untersuchung: bis zu 4 Wochen nach Probeneingang
Kosten: auf Anfrage

Zusätzliche Informationen zur Caveolinopathie:

Datenbank NCBI; GeneReviews Datenbank Orphanet

Central Core Disease (CCD)

OMIM: 117000 (CCD), 180901 (RYR1), 145600 (MHS1)

Hintergrund

Central Core Disease (CCD) ist eine hauptsächlich autosomal dominant in sehr seltenen Fällen auch autosomal rezessiv vererbte, seltene, erbliche Muskelschwäche, die häufig mit der Disposition zur Malignen Hyperthermie (Malignant hyperthermia susceptibility 1; MHS1) einhergeht. In der Muskelbiopsie sind histologisch zentrale, helle Flecken (cores), die die reguläre Struktur der Myofibrillen unterbrechen, Desorganisation des kontraktilen Apparats und fehlende Mitochondrien erkennbar. Klinisch finden sich ab der Geburt Hypotonie der Muskulatur (floppy infant), verzögerte motorische Entwicklung, Ptose, proximal betonte Paresen und Belastungs-abhängige Muskelkrämpfe. Gehäuft treten Skelettanomalien auf wie Hüftgelenksdysplasie und Skoliose. Ein Viertel der CCD-Patienten weisen auch eine MHS1 auf. Der Krankheitsverlauf ist langsam progredient.

Molekulargenetische Diagnostik

CCD ist eine genetisch heterogene Erkrankung. Ein wichtiger krankheitsverursachender Lokus wurde für die CCD auf die Chromosomen-Region 19q12-13.2 eingegrenzt. In diesem chromosomalen Bereich wurde das Gen für den muskulären Ryanodinrezeptor (RYR1), den Ca2-freisetzenden Ca2-Kanal des sarkoplasmatischen Retikulums kartiert. Das 159.000 Basenpaar große Gen umfasst 106 Exons und ist (mit 2.200 kDA und 5000 Aminosäuren) für die vollständige Mutationsanalyse recht groß. Mehr als 200 hotspot Mutationen wurden für als ursächlich für MHS1 erkannt. Diese Mutationen werden bei ~30% der CCD-Patienten identifiziert.

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Aus der Blutprobe wird genomische DNA isoliert und 51 Exons (2-6, 8, 9, 10-15, 17, 24, 33, 34, 38-40, 42-48, 51, 52, 67, 71, 73-75, 85, 86, 90, 91, 94, 95, 97, 98-104) des RYR1-Gens durchgeführt. Zusätzlich kann bei entsprechender klinischer Fragestellung die Sequenzierung der restlichen Exons des RYR1-Gens angeboten werden.

Zusätzlich ist das o.g. Gen Bestandteil unseres NGS-Muskelpanels. Diese Panelanalyse kann momentan nur auf Anfrage und nach Einzelfallgenehmigung durch die Krankenkassen durchgeführt werden.

RYR1-Mutationen sind tabellarisch bei HGMD (The Human Gene Mutation Database Cardiff) aufgelistet: http://www.hgmd.cf.ac.uk/ac/index.php

Dauer der Untersuchung: bis zu 4 Wochen nach Probeneingang (Sequenzierung) / bis zu 3 Monate (mittels DHPLC; Sammlung von Proben)
Kosten: auf Anfrage

Einschlusskörper-Myopathie assoziiert mit M. Paget der Knochen und einer frontotemporalen Demenz (IBMPFD)

OMIM: 167320 (IBMPFD); 601023 (VCP); 600737 (IBM2); 605820 (Nonaka Myopathie); 603824 (GNE)

Hintergrund

Vererbte Einschlußkörpermyopathien (HIBM; hereditary inclusion body myopathies) sind eine heterogene Gruppe seltener genetischer neuromuskulärer Erkrankungen, die im jungen Erwachsenenalter mit Muskelschwäche beginnt. Die unterschiedlichen Formen der HIBMs werden sowohl autosomal rezessiv (IBM2) wie auch autosomal dominant (IBMPFD; IBM2 und 3) vererbt. Der Phänotyp der Erkrankung variiert von Patient zu Patient, wohingegen das Strukturbild in der Muskelbiopsie für die HIBM charakteristisch ist.

Die autosomal dominant vererbte Einschlusskörper-Myopathie assoziiert mit der Paget-Erkrankung der Knochen und einer frontotemporalen Demenz (IBMPFD) ist charakterisiert durch proximaler und distaler Muskelschwäche (klinisch vergleichbar mit Gliedergürtelmuskeldystrophie-Syndromen) frühzeitigem Beginn des Morbus Paget und frontotemporaler Dementz [1]. Der progressive Krankheitsverlauf betrifft die Muskeln der Gliedmaßen, des Atmungssystems und später auch des Herzens. Mutationen im valosin containing protein-(VCP)-Gen führen zu einer spät auftretenden Form der IBMPFD. VCP ist eine ubiquitär exprimierte AAA ATPase, die mit einer Vielzahl von essentiellen zellulären Prozessen in Verbindung steht, wie dem Ubiquitinin-Proteasom-Degradationssystem. Charakteristisch für die IBMPFD-Skelettmuskelpathologie sind degenerative Veränderungen und filamentöse VCP- und Ubiquitin-positive cytoplasmatische und nukleäre Proteinaggregate. Mutationen im VCP-Gen führen zur IBMPFD Myopathie [1] und können auch zur dilatativen Kardiomyopathie mit Einschlusskörperchen führen.

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Aus der Blutprobe wird genomische DNA isoliert und für Mutationsanalysen im VCP-Gen (NM_007126.3) werden die 17 kodierenden Exons mittels Polymerase-Kettenreaktion (PCR) amplifiziert und unter Einschluss der konservierten Exon-Intron-Grenzen direkt sequenziert.
Dauer der Untersuchung: bis zu 4 Wochen nach Probeneingang
Kosten: auf Anfrage

Weitere Informationen zur IBMPFD:

[1] Datenbank NCBI GeneReviews

Einschlusskörper-Myopathie (IBM2) incl. Typ Nonaka

OMIM: 600737 (IBM2); 605820 (Nonaka Myopathie); 603824 (GNE) 167320 (IBMPFD); 601023 (VCP)

Hintergrund

Vererbte Einschlußkörpermyopathien (HIBM; hereditary inclusion body myopathies) sind eine heterogene Gruppe seltener genetischer neuromuskulärer Erkrankungen, die im jungen Erwachsenenalter mit Muskelschwäche beginnt. Die unterschiedlichen Formen der HIBMs werden sowohl autosomal rezessiv (IBM2) wie auch autosomal dominant (IBMPFD; IBM2 und 3) vererbt. Der Phänotyp der Erkrankung variiert von Patient zu Patient, wohingegen das Strukturbild in der Muskelbiopsie für die HIBM charakteristisch ist.

Die autosomal rezessiv vererbte Einschlusskörper-Myopathie (IBM2) Typ Nonaka ist charakterisiert durch distale Muskelschwäche. Die Krankheit beginnt im Alter von 20 – 30 Jahren mit Schwächen der vorderen Unterschenkelmuskulatur die sich allmählich zum Steppgang entwickelt. Im späteren Krankheitsverlauf sind sowohl die oberen Gliedmaßen wie auch die Becken und Oberschenkelmuskulatur betroffen, wobei die Quadrizeps-Muskeln lange Zeit ausgespart bleiben. Der langsam progressive Krankheitsverlauf führt nach Beginn der Erkrankung nach ca. 10-20 Jahren zur Invalidität. Als ursächlich für IBM2 wurden Mutationen im UDP-N-acetylglucosamine 2-epimerase/N-acetylmannosamine kinase-(GNE)-Gen in der Chromosomenregion 9p13.1 identifiziert. Zwei Isoformen der GNE cDNA (556 bp und 403 bp) sind bekannt, wobei die kurze Isoform hauptsächlich im Skelettmuskel exprimiert wird. Bei IBM2 Patienten werden elektronenoptisch in den vakuolisierte Muskelfasern filamentöse Einschlüsse nachgewiesen [1; 2].

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode
Aus der Blutprobe wird genomische DNA isoliert und für Mutationsanalysen im GNE-Gen (NM_001128227) werden die 12 kodierenden Exons mittels Polymerase-Kettenreaktion (PCR) amplifiziert und unter Einschluss der konservierten Exon-Intron-Grenzen direkt sequenziert.
Dauer der Untersuchung: bis zu 4 Wochen nach Probeneingang
Kosten: auf Anfrage

Zusätzliche Informationen zur IBM2:

[1] Datenbank Orphanet
[2] Datenbank NCBI; GeneReviews

Episodische Ataxie Typ 1 (EA1)

OMIM: 160120 (EA1)

Hintergrund

EA1 ist auf Mutationen im KCNA1-Gen, das für den spannungsgesteuerten Kaliumkanals Kv1.1 kodiert, zurückzuführen und folgt dem autosomal dominanten Erbgang. Bereits im Kleinkindalter treten, spontan oder beim Erschrecken (Müdigkeit, Fieber, Hunger u.ä), für einige Sekunden bis Minuten Schwindel, undeutliche Sprache, Stand- und Gangunsicherheit und generalisiertes Zittern auf. Oft sieht man im Gesicht, an Zunge oder Händen feines Muskelzittern. Während der Attacken können auch Schwindel, Übelkeit, verschwommenes Sehen, Doppelbilder, Kopfschmerzen, Diaphorese, Schwerfälligkeit, Versteifung des Körpers, Beeinträchtigungen der Sprache und Atembeschwerden einsetzen. Der übrige neurologische Befund ist unauffällig. Die Episoden können im Laufe des Lebens an Häufigkeit abnehmen. Zwischen den Attacken treten mitunter Myokymien der Gesichts- und Handmuskulatur auf. – Acetazolamid kann die Häufigkeit und Schwere der Attacken bei einem Teil der Patienten reduzieren.

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Dauer der Untersuchung: bis zu 4 Wochen nach Probeneingang
Kosten: auf Anfrage

Episodische Ataxie Typ 2 (EA2)

OMIM: 108500 (EA2)

Hintergrund

EA2 ist durch eine paroxysmal auftretende Gangataxie mit Schwindel und Übelkeit gekennzeichnet, die Stunden bis Tage anhalten kann. Die Attacken können zudem von Dysarthrie, Doppelbildern, Tinnitus und migräneartigen hemiplegen Kopfschmerzen begleitet sein. Erste Symptome zeigen sich typischerweise schon in der Kindheit, können aber auch erst später auftreten (ca. 2-32 Jahre). Die Häufigkeit der Episoden variiert von 1-2 Attacken pro Jahr bis hin zu 3-4 Episoden pro Woche. Als mögliche Triggerfaktoren werden Stress, Aufregung, Koffein, Alkohol, Fieber, Hitze und Medikamente wie Phenytoin diskutiert. Zwischen den Attacken sind die Patienten weitestgehend asymptomatisch, es können aber unwillkürliche Bewegungen (Myokymien) der Gesichts- und Handmuskulatur sowie Nystagmen auftreten. Acetazolamid kann die Häufigkeit und Schwere der Attacken bei einem Teil der Patienten reduzieren. Bei anderen Patienten helfen Mittel gegen Epilepsie (Antikonvulsiva). EA2 folgt einem autosomal dominanten Erbgang. Die krankheitsverursachenden Mutationen finden sich im CACNA1A Gen auf Chromosom 19 (19p13), welches für die alpha-1-Untereinheit eines spannungsabhängigen P/Q-Typ-Calciumkanals kodiert. Unterschiedliche Mutationen in CACNA1A rufen ein breites Spektrum an Symptomen hervor: Missense-Mutationen in CACNA1A können auch die Familiäre Hemiplegische Migräne (FHM) verursachen und die Expansion eines CAG-Polyglutamin-Tripletts ist Auslöser für die Spinocerebelläre Ataxie Typ 6 (SCA6). EA-2, FHM und SCA6 stellen somit allelische Erkrankungen dar.

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Dauer der Untersuchung: bis zu 4 Wochen nach Probeneingang
Kosten: auf Anfrage

Familiäre Hemiplegische Migräne (FHM)

OMIM: 141500 (FHM)

Hintergrund

FHM ist ein seltener, autosomal-dominant vererbter Migränetyp mit Aura. Charakteristisch für die FHM sind Lähmungserscheinungen, Seh- und Sprachstörungen, Fehlempfindungen der Haut, Wachsamkeitsstörungen bis hin zum Koma, aber auch Bewusstseinstrübungen und Erinnerungsverluste. Die Aura geht oft mit einer allmählich zunehmenden Lähmung auf einer Körperseite (= Hemiplegie) einher, die über mehrere Tage anhalten kann. Im Gegensatz zu anderen Migräneformen sind Männer und Frauen gleich häufig betroffen.

FHM folgt einem autosomal dominanten Erbgang. Die krankheitsverursachenden Mutationen finden sich im CACNA1A Gen auf Chromosom 19 (19p13), welches für die a-1-Untereinheit eines spannungsabhängigen P/Q-Typ-Calciumkanals kodiert. Unterschiedliche Mutationen in CACNA1A rufen ein breites Spektrum an Symptomen hervor: Mutationen in CACNA1A können auch die Episodische Ataxie Typ2 (EA2) verursachen und die Expansion eines CAG-Polyglutamin-Tripletts ist Auslöser für die Spinocerebelläre Ataxie Typ 6 (SCA6). FHM, EA-2 und SCA6 stellen somit allelische Erkrankungen dar.

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Aus der Blutprobe wird genomische DNA isoliert und alle Exons sowie deren flankierende Bereiche werden mittels DNA-Sequenzierung untersucht.

Dauer der Untersuchung: bis zu 4 Wochen nach Probeneingang
Kosten: auf Anfrage

Fragiles X-Syndrom, Fragiles-X assoziiertes Tremor/Ataxie Syndrom (FXTAS), Primäre Ovarialinsuffizienz (POI/POF) *

OMIM: 300624 (FRAX), 300623 (FXTAS), 311360 (POF1), 309550 (FMR1)

Fragiles X-Syndrom

Das Fragiles X-[Fra(X)]- Syndrom ist die häufigste Form der vererbten mentalen Retardierung und nach dem Down-Syndrom die zweithäufigste Ursache von mentaler Retardierung überhaupt. Die Prävalenz für männliche Individuen beträgt bis zu 1 : 4000, für weibliche Personen 1 : 6000. Männliche Patienten weisen weiterhin charakteristische körperliche Symptome und Verhaltensmerkmale auf. Bei betroffenen weiblichen Personen findet man einen ähnlichen, meist weniger stark ausgeprägten Phänotyp. Zu den körperlichen Merkmalen des Fra(X)- Syndroms gehören u.a. ein langes schmales Gesicht, große abstehende Ohren, prominentes Kinn und Stirn sowie Makroorchie. Bei Kindern findet man häufig Gelenkinstabilität (Finger). Nach der Pubertät sind die Merkmale deutlicher, speziell das lange schmale Gesicht und die Makroorchie. Männliche Patienten mit dem Fra(X)-Syndrom weisen mentale Retardierung auf, wobei die Ausprägung von normaler bis hin zu stark eingeschränkter Intelligenz reicht. Frauen sind meist viel leichter betroffen, wobei etwa 60 – 70 % der Mutationsträgerinnen auch Retardierung aufweisen.
Die für das Fra(X)-Syndrom verantwortliche Mutation besteht in der Verlängerung des simplen repetitiven Segments im 5‘-Bereichs des FMR1- (fragile X mental retardation 1)-Gens, sie gehört zur Gruppe der sog. dynamischen Mutationen. Die Anzahl der CGG-Trinukleotide in der Normalbevölkerung liegt zwischen 6 und ~49. Blöcke mit 50 bis 59 Tripletts werden als Grauzonen-Allele bezeichnet. Bei der Prämutation finden wir ~60-199 Trinukleotidmotive und bei der Vollmutation 200 und mehr. Im Gegensatz zu Grauzonen-Allelen tendieren Prämutationen dazu, sich in der maternalen Meiose in eine Vollmutation auszudehnen. Je länger das Prämutations-Allel ist, umso größer wird das Risiko, dass eine Vollmutation an die Nachkommenschaft übertragen wird. Die Vollmutation (>200 CGG- Einheiten) ist fast immer mit Inaktivierung des FMR1-Gens verbunden.
Männliche und weibliche Träger der Prämutation sind klinisch nicht betroffen. Männliche Träger geben die Prämutation mit Ihrem X-Chromosom unverändert an alle ihre Töchter weiter. Diese Töchter sind wiederum gesund, haben aber ein Risiko, eine Vollmutation an ihre Kinder zu vererben.
Durch die genaue Bestimmung der Trinukleotid-Blocklänge und des Methylierungsstatus des FMR1-Gens können Prä- wie auch Vollmutation erkannt werden. Nicht alle Patienten mit Fra(X)-Syndrom zeigen die Trinukleotid-Expansion. In einigen wenigen von mehreren tausend untersuchten Fällen mit der charakteristischen Fra(X)-Symptomatik, bei denen sich keine Expansion der CGG-Trinukleotide nachweisen ließ, wurden verschiedene Deletionen und Punktmutationen innerhalb des FMR1-Gens gefunden.

Fragiles-X assoziiertes Tremor/Ataxie Syndrom (FXTAS)

Fragiles-X assoziiertes Tremor/Ataxie Syndrom (FXTAS) ist eine neurodegenerative Erkrankung und wird auch durch eine Trinukleotid-Verlängerung im Prämutationsbereich des FMR1-Gens verursacht, hat aber fundamental verschiedene pathophysiologische Ursachen. Eine Prämutation des FMR1-Gens hat keine Auswirkung auf die mentale Entwicklung des Trägers und führt daher nicht zu einer intellektuellen Beeinträchtigung oder anderen typischen Merkmalen des fra(X)-Syndroms. 80 % der Betroffenen zeigen Intensionstremor und/oder Gangataxie, meistens beide Symptome. Weitere mögliche Krankheitsmerkmale sind vorzeitige Demenz, psychiatrische Störungen, periphere Neuropathie, Parkinsonismus und Dysautonomie (Impotenz, Inkontinenz). FMR1-Allele ab 55 Trinukleotid-Einheiten und insbesondere prämutierte Allele werden überexprimiert. Sie können zu neurodegenerativen Veränderungen führen und so FXTAS hervorrufen. Die Prävalenz bei über 50 Jahre alten Männern liegt um 1 : 4500. Das Risiko von Frauen mit Prämutations-Allelen, an FXTAS zu erkranken, ist deutlich geringer. Unter den Männern mit Prämutations-Allelen erkranken ~15 % zwischen dem 50. und 60., 30 % zwischen dem 60. und 70., 50 % zwischen dem 70. und 80. sowie 75 % nach dem 80. Lebensjahr.

Primäre Ovarialinsuffizienz (POI/POF)

Wenn die Menopause vor dem 40. Lebensjahr eintritt, weisen betroffene Frauen eine primäre Ovarialinsuffizienz (POI) auf, die sogenannte premature ovarian failure (POF). POF führt zum Mangel an Geschlechtshormonen und Infertilität, sie tritt normalerweise nur bei ~1 % aller Frauen auf. Eine Ursache kann eine Prämutation im FMR1-Gen sein. Frauen mit Prämutationen leiden ~20 mal häufiger als andere Frauen unter POI oder POF.

FRAX-Leitlinien der Deutschen Gesellschaft für Humangenetik (AWMF online)

Indikationen für die molekulargenetische Diagnostik auf Fra(X)-Syndrom, FXTAS und POI: (Es ist hierbei zu beachten, dass Anlageträger-Diagnostik in Familien mit Fra(X)-Syndrom unvermeidbar prädiktive Gentests auf FXTAS- und POI beinhaltet.)

1.) Bei Personen beiderlei Geschlechts mit mentaler Retardierung, Entwicklungsverzögerung oder Autismus, insbesondere
    a.) wenn für das Fra(X)-Syndrom charakteristische körperliche und geistige
    Merkmale vorhanden sind,
    b.) bei positiver Familienanamnese,
    c.) bei Patienten mit FXTAS- oder POI-Phänotyp und unklarem zytogenetischen
    Befund;
2.) im Rahmen von Beratungen bezüglich Kinderwunsch bei positiver Familienanamnese (bzw. bei Verdacht auf das Fra(X)-Syndrom);
3.) im Rahmen der Pränataldiagnostik bei bekannten Überträgerinnen;
4.) bei Patienten mit Fra(X)-Phänotyp mit unklarem zytogenetischen Ergebnis.

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Aus der Blutprobe wird genomische DNA isoliert. Diese wird mittels Restriktionsenzym-Verdau (EcoRI und EagI), Agarosegel-Elektrophorese zur Auftrennung der genomischen DNA nach Fragmentgrößen, Transfer auf eine Nylonmembran übertragen. Es schließt sich die Hybridisierung an mit der markierten Sonde StB12.3. Die Signalauswertung erfolgt mit dem ImageQuant-Programm. Zusätzlich wird über die Amplifikation der Trinukleotid-Region im FMR1-Gen mittels Polymerase-Kettenreaktion (PCR) die CCG-Blocklänge bestimmt. Auf Anforderung werden zur Identifikation der selten auftretenden Mutationen im FMR1-Gen die codierenden Exons mit angrenzenden Bereichen amplifiziert und direkt sequenziert.

Dauer der Untersuchung: 3 Wochen nach Probeneingang
Kosten: auf Anfrage

Akkreditiertes Verfahren nach DIN EN ISO 15189:2024

Friedreich Ataxie (FRDA) *

OMIM: 229300 (FRDA)

Hintergrund

FRDA ist eine neurodegenerative Erkrankung mit autosomal rezessivem Erbgang. Sie ist mit einer Prävalenz von 1:30-50.000 die häufigste Form der hereditären Ataxien. Die klinische Symptomatik der FRDA umfasst neben progredienter Gang- und Extremitätenataxie auch ausgefallene Muskeleigenreflexe, Pyramidenbahnzeichen, Tiefensensibilitätsstörungen, Dysarthrie und Kardiomyopathie. Außerdem können Symptome wie Hohlfüße, Skoliose, Hörstörungen und Diabetes mellitus hinzukommen. Die klinische Bandbreite der Symptome kann auch innerhalb einer Familie sehr variabel sein. Die Symptomatik beginnt häufig vor dem 25. Lebensjahr, wobei auch spätere Erstmanifestationen auch vorkommen. Neuropathologisch liegt eine Degeneration von Spinalganglien, Hintersträngen, spinozerebellären und kortikospinalen Bahnen sowie eine Atrophie myelinisierter sensibler Fasern im peripheren Nervensystem vor, während degenerative Veränderungen in Zerebellum, Pons und Medulla meist nur mäßig ausgeprägt sind.

FRDA wird durch eine Trinukleotidexpansion im Intron 1 des FXN-Gens auf Chromosom 9q13 verursacht. Eine Wiederholung des Tripletts (GAA)n über eine Anzahl von 66 führt zum klinischen Erscheinungsbild einer FRDA, wenn beide Allele betroffen sind. Dies trifft für die meisten der Patienten zu. In wenigen Fällen kann die Ursache der Erkrankung jedoch auch auf andere Mutationen im FXN-Gen zurückgeführt werden. Diese Patienten tragen häufig auf einem Allel einen expandierten GAA-Block und auf dem anderen Allel eine Punktmutation. Die Trinukleotidexpansion bewirkt eine Unterdrückung der FXN-Genexpression und somit den Ausfall des mitochondrial lokalisierten Proteins Frataxin. Das führt zu einer unphysiologischen Eisenakkumulation in den Mitochondrien.

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Aus der Blutprobe wird genomische DNA isoliert und der GAA-Triplettabschnitt des FXN-Gens mittels PCR amplifiziert. Die Längenbestimmung der PCR-Produkte und die daraus resultierende Anzahl der CAG-Tripletts erfolgt mittels Kapillarelektrophorese. Bei Vorliegen von Normalallelen kann die Anzahl der GAA-Tripletts mit dieser Methode bestimmt werden. Das Vorliegen von Trinukleotidblock-Expansionen in den pathologischen Bereich wird mittels weiterführender Analysen, wie der Triplet primed PCR nach Ciotti et al. und Hybridisierung mit einer radioaktiv markierten (TCT)6-Sonde, bestätigt. Zusätzlich ist das Gen Bestandteil unseres NGS-Ataxiepanels.

Dauer der Untersuchung: bis zu 4 Wochen nach Probeneingang
Kosten: auf Anfrage

Akkreditiertes Verfahren nach DIN EN ISO 15189:2024

Gliedergürtelmuskeldystrophien (LGMD): Sarkoglykanopathie

OMIM: 608099 (LGMD2D); 600119 (SGCA); 604286 (LGMD2E); 600900 (SGCB); 253700 (LGMD2F); 601411 (SGCGD); 253700 (LGMD2C); 608896 (SGCG); 608113 (SGCZ)

Hintergrund

Muskeldystrophien sind eine klinisch und genetisch heterogene Gruppe primär degenerativer, progressiver Muskelerkrankungen, das Manifestationsalter ist sehr variabel. Die Klassifikation der vielen Formen der Muskeldystrophien erfolgt heute zumeist auf Grund defekter Genprodukte und Vererbungsmuster. Eine Untergruppe der Muskeldystrophien stellen die Gliedergürtelmuskeldystrophien (limb girdle muscular dystrophy, LGMD) dar. LGMDs werden in autosomal dominante (LGMD1A-1D) und rezessiv (LGMD2A-I) vererbte Formen unterteilt. Autosomal rezessiv vererbte Formen schließen die Sarkoglykanopathien ein; Mutationen sind in vier Sarkoglykan(SGC)-Genen bekannt, die zu Sarkoglykanopathie (SGCG: LGMD2C; SGCA: LGMD2D; SGCB: LGMD2E und SGCD: LGMD2F) führen. Die Sarkoglykane sind Membranproteine des Sarkolemms, bestehen aus sechs Untereinheiten (a, b, g, d, e, z) und gehören zum Dystrophin-assozierten Proteinkomplex (DGC). Die Funktion der Sarkoglykane ist nur teilweise geklärt; sie sind Strukturproteine, die u. a. die Verbindung zwischen Dystroglykan und Dystrophin/Utrophin stabilisieren.

Bei allen LGMDs sind infolge des primären genetischen Defekts einer einzelnen Komponente auch die anderen Bestandteile des DGC sekundär vermindert. Die Diagnose erfordert daher den direkten Mutationsnachweis in einem der Sarkoglykan-Gene, nachdem verschiedene DGC-Komponenten als vermindert im Muskelbiopsat mittels Immunohistochemie oder Immunoblot erkannt worden sind.

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Aus der Blutprobe wird genomische DNA isoliert und mit der Polymerase-Kettenreaktion (PCR) vervielfältigt und entweder direkt sequenziert oder mittels denaturing high-performance liquid chromatography (DHPLC) untersucht. Mutationssuche wird für die folgenden Sarkoglykan-(SGC)-Gene durchgeführt: SGCA (9 Exons NM000023.1), SGCB (6 Exons NM000232.3), SGCG (8 Exons NM000231.1), SGCD (8 Exons NM000337.4) und SGCZ (7 Exons NM139167.2). Deletions-/Duplikationsuntersuchung mittels Multiplex ligation-dependent probe amplification (MLPA; MRC-Holland P116-A1) der SGCA; -B;- G; -D Gene. Zusätzlich sind die Gene Bestandteil unseres NGS-Muskelpanels.

Dauer der Untersuchung: bis zu 4 Wochen nach Probeneingang
bis zu 3 Monate (mittels DHPLC; Sammlung von Proben)
Kosten: auf Anfrage

Weitere Informationen über Muskeldystrophien:

Deutsch:
Datenbank Orphanet

Englisch:
Datenbank NCBI GeneReview
Datenbank „neuromuscular“

Glukokortikoid-supprimierbarer Hyperaldosteronismus (GSH) *

OMIM: 103900 (GRA), 610613 (CYP11B1), 124080 (CYP11B2)

Hintergrund

Eine der seltenen Formen der monogen-bedingten Hypertonien ist der autosomal dominant vererbte glukokortikoid-supprimierbarer Hyperaldosteronismus (GSH engl.: glucocorticoid-remediable aldosteronism; GRA). Die Erkrankung ist durch arterielle Hypertonie schon im jugendlichen Alter gekennzeichnet, der Aldosteron-Spiegel ist deutlich erhöht. Der Blutdruck kann nicht durch die gewöhnlich eingesetzten Hypertonie-Medikamete wie ACE-Hemmer oder ?-Blocker normalisiert werden, kann jedoch durch die Einnahme von Dexamethason gesenkt werden. Eine Arbeitsgruppe (Lifton, 1992) hat die Erkrankungsursache aufgeklärt. Bei Patienten mit GSH wurde ein „chimäres“ Gen nachgewiesen, das den Promotor des 11-ß Hydroxylase (CYP11B2)-Gens und den kodierenden Teil des Aldosteronsynthase (CYP11B1)-Gens enthält. Das „chimäre“ Gen produziert ein verändertes Enzym, das zu erhöhter Aldosteron-Produktion und zu erniedrigtem Renin-Spiegel führt. Zusätzlich werden zwei Metaboliten des Aldosteron-Synthesewegs freigesetzt (18-Hydroxykortikosteron und 18-Hydroxycortisol). Die erhöhte Aldosteron-Konzentration bewirkt oft eine vermehrte Kalium- und verminderte Natrium-Ausscheidung über die Nierentubuli.

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Aus der Blutprobe wird genomische DNA isoliert. Für die GSH-Diagnostik werden das „chimäre“ Gen (CYP11B1/2) mit dem Promotor des 11-beta Hydroxylase-Gens (CYP11B1; 5’UTR) incl. des kodierenden Anteils des Aldosteronsynthase-Gens (CYP11B2; Exon 8; NM_000498) sowie das CYP11B2-Gen mittels long range Polymerase-Kettenreaktion (PCR) amplifiziert.

Dauer der Untersuchung: bis zu 2 Wochen nach Probeneingang
Kosten: auf Anfrage

Zusätzliche Informationen über primären Hyperaldosteronismus:

Nebennierenerkrankungen mit Blutdruckproblemen: Primärer Hyperaldosteronismus und Phäochromozytom, Finkenstedt G, 2011

Akkreditiertes Verfahren nach DIN EN ISO 15189:2024

GM2 Gangliosidosen: AB-Variante

OMIM: 272750 (GM2-Gangliosidosis, AB Variante), 272750 (GM2AP), 272800 (Tay Sachs), 606869 (HEXA), 26800 Sandhoff, 606873 (HEXB)

Hintergrund

Beim Morbus Tay Sachs (Engl. Tay Sachs disease [TSD) oder GM2-gangliosidosis) handelt es sich um eine angeborene Erkrankung aus der Gruppe der lysosomalen Speicherkrankheiten. Zum intrazellulären Abbau von GM2-Gangliosiden werden zwei Enzyme benötigt: Hexosaminidase A und B. Hexosaminidase A ist zusammengesetzt aus einer a-Untereinheit (kodiert vom HEXA-Gen) und einer ß-Untereinheit (kodiert vom HEXB-Gen), während die Hexosaminidase B aus zwei ß-Untereinheiten besteht. Mutationen im HEXA-Gen, die zum Verlust der Enzymaktivität der Hexosaminidase A führen, sind verantwortlich für die klassische Tay Sachs-Erkrankung, während M. Sandhoff durch Mutationen im HEXB-Gen, die zum Verlust der Enzymaktivität von Hexosaminidase A und B führen, verursacht wird. Mutationen im Gen, das für das GM2-Aktivatorprotein kodiert (GM2AP), liegen der sog. AB-Variante der Tay Sachs-Erkrankung zugrunde.

Bei der infantilen Form des M. Tay Sachs zeigen die betroffenen Kinder nach unauffälliger Neugeborenenperiode in der Regel ab dem 3.-5. Lebensmonat Entwicklungsverzögerung mit muskulärer Hypotonie, vermehrten Schreckreaktionen und Nichterreichen der motorischen Meilensteine. Im Verlauf werden Krampfanfälle, Makrocephalie, abnehmendes Sehvermögen bis zur Erblindung, fortschreitender Verlust der motorischen und geistigen Fähigkeiten und Demenz beobachtet. Ein typischer Befund bei der Untersuchung des Augenhintergrundes ist der sog. „kirschrote Fleck“ in der Retina, der sowohl bei M. Tay Sachs als auch bei M. Sandhoff beobachtet wird. Der Tod tritt meist zwischen dem 3.-5. Lebensjahr ein. Bei der juvenilen Verlaufsform werden die ersten Symptome zwischen dem 2.-5. Lebensjahr beobachtet. Der Verlust der motorischen und geistigen Fähigkeiten schreitet langsamer voran, und die Lebenserwartung liegt bei ?15-20 Jahren.
Die adulte Form ist durch variable neurologische Auffälligkeiten und psychiatrische Symptome gekennzeichnet, wobei Sehvermögen und Intelligenz in einigen Fällen unbeeinträchtigt sein können. Der Schweregrad und die Verlaufsform der Erkrankung sind eng mit der Restaktivität der Hexosaminidase A korreliert.

Bei klinischem Verdacht auf M. Tay Sachs oder M. Sandhoff kommt der Bestimmung der Enzymaktivitäten der Hexosaminidase A und B eine wichtige diagnostische Rolle zu. Diese Bestimmung ist in Serum, Leukozyten und Fibroblastenkulturen sowie ggf. aus CVS-Material und Amnionzellkulturen möglich. Fehlende oder stark verminderte Aktivität der Hexosaminidase A bei normaler Aktivität der Hexosaminidase B deutet auf M. Tay Sachs hin, während bei M. Sandhoff die Aktivität beider Enzyme fehlt bzw. deutlich vermindert ist. Bei der AB-Variante sind normale Enzymaktivitäten zu finden.

M. Tay-Sachs folgt einem autosomal-rezessiven Erbgang, d.h. die Eltern der Patienten sind in der Regel jeweils heterozygote Anlageträger, zeigen aber selbst keine Symptome. Das statistische Erkrankungsrisiko für jedes Kind solcher Paare beträgt 25 %. Die molekulargenetische Diagnose der AB-Variante der Tay Sachs-Erkrankung erfolgt durch direkte Sequenzanalyse der 4 Exons des GM2AP-Gens. Eine Unterscheidung der klinischen Verlaufsformen anhand des molekulargenetischen Befunds ist nicht möglich.

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Aus der Blutprobe wird genomische DNA isoliert und für die Mutationsanalyse die 4 Exons des GM2A-Gens (NM_000405) mittels Polymerase-Kettenreaktion (PCR) amplifiziert und unter Einschluss der konservierten Exon/Intron-Grenzen direkt sequenziert. Zusätzlich kann ein – Duplikations- bzw. Deletions-screening mittels Multiplex ligation dependent probe amplification (MLPA) des GM2A-Gens (Sobek et al. 2012) durchgeführt werden.

Dauer der Untersuchung: bis zu 4 Wochen nach Probeneingang
Kosten: auf Anfrage

Weitere Informationen über GM2-Gangliosidosen:

http://home.arcor-online.de/bels/Tay-sachs.htm
http://www3.interscience.wiley.com/cgi-bin/fulltext/61501407/PDFSTART

GM2 Gangliosidosen: Morbus Sandhoff

OMIM: 26800 Sandhoff, 606873 (HEXB), 272800 (Tay Sachs), 606869 (HEXA), 272750 (GM2-Gangliosidosis, AB Variante), 272750 (GM2AP)

Hintergrund

Bei Morbus Sandhoff handelt es sich um eine angeborene Erkrankung aus der Gruppe der lysosomalen Speicherkrankheiten. Zum intrazellulären Abbau von GM2-Gangliosiden werden zwei Enzyme benötigt: Hexosaminidase A und B. Hexosaminidase A ist zusammengesetzt aus einer α-Untereinheit (kodiert vom HEXA-Gen) und einer β-Untereinheit (kodiert vom HEXB-Gen), während die Hexosaminidase B aus zwei β-Untereinheiten besteht. Mutationen im HEXA-Gen, die zum Verlust der Enzymaktivität der Hexosaminidase A führen, sind verantwortlich für die klassische Tay Sachs-Erkrankung, während M. Sandhoff durch Mutationen im HEXB-Gen, die zum Verlust der Enzymaktivität von Hexosaminidase A und B führen, verursacht wird. Mutationen im Gen, das für das GM2-Aktivatorprotein kodiert (GM2AP), liegen der sog. AB-Variante der Tay Sachs-Erkrankung zugrunde.

Bei der infantilen Form des M. Sandhoff zeigen betroffene Kinder nach unauffälliger Neugeborenenperiode in der Regel ab dem 3.-5. Lebensmonat eine Entwicklungsverzögerung mit muskulärer Hypotonie, vermehrten Schreckreaktionen und Nichterreichen der motorischen Meilensteine. Im Verlauf werden Krampfanfälle, Makrocephalie, abnehmendes Sehvermögen bis zur Erblindung, fortschreitender Verlust der motorischen und geistigen Fähigkeiten und Demenz beobachtet. Ein typischer Befund bei der Untersuchung des Augenhintergrundes ist der sog. „kirschrote Fleck“ in der Retina, der sowohl bei M. Tay Sachs als auch bei M. Sandhoff beobachtet wird. Der Tod tritt meist zwischen dem 3.-5. Lebensjahr ein.

Bei der juvenilen Verlaufsform werden die ersten Symptome zwischen dem 2.-5. Lebensjahr beobachtet. Der Verlust der motorischen und geistigen Fähigkeiten schreitet langsamer voran, und die Lebenserwartung liegt bei ?15-20 Jahren. Die adulte Form ist durch variable neurologische Auffälligkeiten und psychiatrische Symptome gekennzeichnet, wobei Sehvermögen und Intelligenz in einigen Fällen unbeeinträchtigt sein können. Schweregrad und Verlaufsform der Erkrankung sind eng mit der Hexosaminidase A-Restaktivität korreliert.

Bei klinischem Verdacht auf M. Tay-Sachs oder M. Sandhoff kommt der Bestimmung der Enzymaktivitäten der Hexosaminidase A und B eine wichtige diagnostische Rolle zu. Diese Bestimmung ist in Serum, Leukozyten und Fibroblastenkulturen sowie ggf. aus CVS-Material und Amnionzellkulturen möglich. Eine fehlende oder stark verminderte Aktivität der Hexosaminidase A bei normaler Aktivität der Hexosaminidase B deutet auf M. Tay Sachs hin, während bei M. Sandhoff die Aktivität beider Enzyme fehlt bzw. deutlich vermindert ist. Bei der AB-Variante sind normale Enzymaktivitäten zu finden.

M. Sandhoff folgt einem autosomal-rezessiven Erbgang, d.h. die Eltern der Patienten sind in der Regel jeweils heterozygote Anlageträger, zeigen aber selbst keine Symptome. Das statistische Erkrankungsrisiko für jedes Kind solcher Paare beträgt 25 %. Die molekulargenetische Diagnose erfolgt durch direkte Sequenzanalyse der 14 Exons des HEXB-Gens. Eine Unterscheidung der klinischen Verlaufsformen anhand des molekulargenetischen Befunds ist nicht möglich.

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Aus der Blutprobe wird genomische DNA isoliert und für die Mutationsanalyse die 14 Exons des HEXB-Gens (NM_000521) mittels Polymerase-Kettenreaktion (PCR) amplifiziert und unter Einschluss der konservierten Exon/Intron-Grenzen direkt sequenziert. Zusätzlich wird ein Duplikations- bzw. Deletions-screening mittels Multiplex ligation dependent probe amplification (MLPA) des HEXB-Gens (Sobek et al. 2012) durchgeführt.

Dauer der Untersuchung: bis zu 4 Wochen nach Probeneingang
Kosten: auf Anfrage

GM2 Gangliosidosen: Morbus Tay Sachs

OMIM: 272800 (Tay Sachs), 606869 (HEXA), 26800 Sandhoff, 606873 (HEXB), 272750 (GM2-Gangliosidosis, AB Variante), 272750 (GM2AP)

Hintergrund

Beim Morbus Tay Sachs (Engl. Tay Sachs disease [TSD] oder GM2-gangliosidosis) handelt es sich um eine angeborene Erkrankung aus der Gruppe der lysosomalen Speicherkrankheiten. Zum intrazellulären Abbau von GM2-Gangliosiden werden zwei Enzyme benötigt: Hexosaminidase A und B. Hexosaminidase A ist zusammengesetzt aus einer α-Untereinheit (kodiert vom HEXA-Gen) und einer β-Untereinheit (kodiert vom HEXB-Gen), während die Hexosaminidase B aus zwei β-Untereinheiten besteht. Mutationen im HEXA-Gen, die zum Verlust der Enzymaktivität der Hexosaminidase A führen, sind verantwortlich für die klassische Tay Sachs-Erkrankung, während M. Sandhoff durch Mutationen im HEXB-Gen, die zum Verlust der Enzymaktivität von Hexosaminidase A und B führen, verursacht wird.
Mutationen im Gen, das für das GM2-Aktivatorprotein kodiert (GM2AP), liegen der sog. AB-Variante der Tay Sachs-Erkrankung zugrunde.

Bei der infantilen Form des M. Tay Sachs zeigen die betroffenen Kinder nach unauffälliger Neugeborenenperiode in der Regel ab dem 3.-5. Lebensmonat Entwicklungsverzögerung mit muskulärer Hypotonie, vermehrten Schreckreaktionen und Nicht-Erreichen der motorischen Meilensteine. Im Verlauf werden Krampfanfälle, Makrocephalie, abnehmendes Sehvermögen bis zur Erblindung, fortschreitender Verlust der motorischen und geistigen Fähigkeiten und Demenz beobachtet. Ein typischer Befund bei der Untersuchung des Augenhintergrundes ist der sog. „kirschrote Fleck“ in der Retina, der sowohl bei M. Tay Sachs wie auch bei M. Sandhoff beobachtet wird. Der Tod tritt meist zwischen dem 3.-5. Lebensjahr ein. Bei der juvenilen Verlaufsform werden die ersten Symptome zwischen dem 2.-5. Lebensjahr beobachtet. Der Verlust der motorischen und geistigen Fähigkeiten schreitet langsamer voran, und die Lebenserwartung liegt bei ~15-20 Jahren.
Die adulte Form ist durch variable neurologische Auffälligkeiten und psychiatrische Symptome gekennzeichnet, wobei Sehvermögen und Intelligenz in einigen Fällen unbeeinträchtigt sein können. Der Schweregrad und die Verlaufsform der Erkrankung sind eng mit der Restaktivität der Hexosaminidase A korreliert.

M. Tay Sachs folgt einem autosomal-rezessiven Erbgang, d.h. die Eltern der Patienten sind in der Regel jeweils heterozygote Anlageträger, zeigen aber selbst keine Symptome. Das statistische Erkrankungsrisiko für jedes Kind solcher Paare beträgt 25 %. Die molekulargenetische Diagnose der Tay Sachs-Erkrankung erfolgt durch direkte Sequenzanalyse der 14 Exons des HEXA-Gens. Eine Unterscheidung der klinischen Verlaufsformen anhand des molekulargenetischen Befunds ist nicht möglich.

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Aus der Blutprobe wird genomische DNA isoliert und für die Mutationsanalyse die 14 Exons des HEXA-Gens mittels Polymerase-Kettenreaktion (PCR) amplifiziert und unter Einschluss der konservierten Exon/Intron-Grenzen direkt sequenziert.

Dauer der Untersuchung: bis zu 4 Wochen nach Probeneingang
Kosten: auf Anfrage

Hereditäre motorisch-sensible Neuropathien (HMSN Typ I, II und Typ III) & hereditäre Neuropathie mit Neigung zu Drucklähmungen (HNPP) *

OMIM: 118220 (HMSN I A), 118200 (HMSN I B), 601098 (HMSN I C), 607678 (HMSN I D), 118300 (HMSN I E), 609260 (HMSN II A2), 607677 (HMSN II I), 607736 (HMSN II J), 606595 (HMSN II F), 608673 (HMSN II L), 145900 (HMSN III), 302800 (HMSN X1), 162500 (HNPP)

Hintergrund

Die hereditären motorisch-sensiblen Neuropathien (HMSN), auch als Charcot-Marie-Tooth-Erkrankung bezeichnet, lassen sich unter klinischen und genetischen Aspekten in verschiedene Untergruppen einteilen. Charakteristisch ist bei allen Formen eine progressive Schwäche und Lähmung der unteren Extremität, die sich auch auf die obere Extremität ausweiten kann. Dazu kommen Sensibilitätsstörungen. Bei einer peripheren Neuropathie müssen jedoch auch die aber sehr häufigen, exogenen Ursachen ausgeschlossen werden (z.B. Alkohol-Abusus, diabetische Neuropathie und viele andere).

Durch die Bestimmung der motorischen und sensiblen Nervenleitgeschwindigkeiten (NLG) kann eine Einteilung in demyelinisierende und axonale Formen vorgenommen werden. Bei den demyelinisierenden Formen (Typ I+III) ist die NLG stark vermindert, bei den axonalen Formen (Typ II) in der Regel nicht.

1) HMSN Typ I (demyelinisierend)

Als HMSN Typ I werden autosomal dominante, demyelinisierende Formen der HMSN bezeichnet. Klinisch findet man charakteristische Deformationen der Füße in Form von Hohlfußbildung und Krallenzehen. Hinzu kommen charakteristische „Storchenbeine“. Insgesamt verläuft die Erkrankung langsam progressiv. Histopathologisch findet man die Zeichen einer demyelinisierenden peripheren Neuropathie mit sog. „onion bulbs“, d. h. Zwiebelschalen-Konformation durch De- und Remyelinisierung. Elektrophysiologie: stark reduzierte NLG.

HMSN I A: Dies ist die häufigste Form der HMSN. Ursächlich ist meist eine Duplikation des PMP22-Gens. Es kodiert für das peripheral myelin protein, welches in den Myelinscheiden exprimiert wird. In seltenen Fällen wurden auch Punktmutationen in diesem Gen gefunden (HMSN I E).

Weitere Formen der HMSN Typ I:

HMSN I B: Mutationen im MPZ/P0-Gen; HMSN I B kann bezüglich der NLG auch auf eine axonale Form hindeuten.
HMSN I C: Mutationen im LITAF/SIMPLE-Gen
HMSN I D: Mutationen im EGR2-Gen
HMSN I E: Mutationen im PMP22-Gen

2) HMSN Typ III (Déjérine-Sottas-Syndrom)

Mit Déjérine-Sottas-Syndrom wurde eine besonders schwere Verlaufsform der HMSN Typ I bezeichnet mit Manifestation bereits in der frühen Kindheit. Es gibt sowohl autosomal dominante wie auch rezessive Formen. Beim Déjérine-Sottas-Syndrom wurden Mutationen in den Genen PMP22, MPZ, EGR2 und PRX gefunden. Diese Gene können auch bei anderen, leichteren Verlaufsformen von HMSN verändert sein.

3) HMSN Typ II (axonal)

Als Typ II werden die axonalen Formen der HMSN bezeichnet, bei denen die NLG in der Regel nicht verringert ist. Die HMSN Typ II folgt einem autosomal dominanten Vererbungsmodus. Mutationen im MFN2-Gen sind die häufigsten bekannten Ursachen einer HMSN Typ II.

Allerdings wird in Bezug auf die NLG die phänotypisch eher axonale Form häufig durch Mutationen in den Genen GJB1/Cx32 (X-chromosomale Vererbung) und MPZ/P0 verursacht. In Abhängigkeit von der Familienanamnese und der Symptomatik kann es sinnvoll sein, erst die GJB1/Cx32– und MPZ/P0-Gene zu untersuchen.

Bei Verdacht auf axonale Neuropathie wird erst die Untersuchung des GJB1/Cx32-Gens empfohlen. Liegt eine Vererbung von Vater zu Sohn vor, sollte zuerst das MPZ/P0-Gen untersucht werden. Bei weiterhin bestehendem Verdacht auf eine eher axonale Form ist eine Untersuchung des MFN2-Gens sinnvoll (nach Rücksprache).

Eine seltene Ursache der axonalen HMSN mit überwiegend motorischer Komponente stellt die HMSN Typ II L dar. Dieser Typ wird durch Mutationen im HSPB8/HSP22-Gen verursacht, welches für das small 22kDa heat shock Protein kodiert. Mutationen in diesem Gen können auch für die distale hereditäre motorische Neuronopathie Typ II A (dHMN2A) ursächlich sein, beide Krankheitsbilder weisen einen überlappenden Phänotyp auf. Die HMSN Typ II F wird durch Mutationen im HSPB1/HSP27-Gen verursacht, welches für das small 27kDa heat shock Protein kodiert. Die Untersuchung der beiden small heat shock protein-Gene kann nach Rücksprache durchgeführt werden.

HMSN II A2: Mutationen im MFN2-Gen
HMSN II F: Mutationen im HSPB8/HSP22-Gen
HMSN II I/J: Mutationen im MPZ/P0-Gen
HMSN II L: Mutationen im HSPB1/HSP27-Gen

4) X-chromosomal vererbte HMSN / HMSN X1

Mutationen im GJB1/Cx32-Gen, welches für das Connexin32-Protein kodiert, sind die zweithäufigste Ursache hereditärer Neuropathien. Diese Form wird dominant vererbt, es findet keine Vererbung von Vater zu Sohn statt. Die NLG von Patienten mit HMSN X1 variieren interindividuell aber auch intraindividuell sehr stark und können im Bereich der HMSN I oder der HMSN II liegen. Generell ist bei Männern meist eine schwerere Ausprägung, bei Frauen ein meist milderer Verlauf der HMSN X1 charakteristisch.

5) Hereditäre Neuropathie mit Neigung zu Drucklähmungen / HNPP

Bei dieser Erkrankung, auch tomakulöse Neuropathie genannt, kommt es zu intermittierenden Paresen, insbesondere bei mechanischer Belastung. Dazu kommt ein charakteristisches histologisches Bild in der Nervenbiopsie. Die Erkrankung wird autosomal dominant vererbt und häufig durch eine Deletion im Bereich des PMP22-Gens (siehe HMSN Typ IA), seltener durch eine Punktmutation im PMP22-Gen verursacht.

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

HMSN Typ I, II und X / HNPP

Multiplex ligation dependent probe amplification (MLPA) – Duplikations- bzw. Deletions-screening in den Genen: PMP22 (HMSN I A/HNPP), MPZ/P0 (HMSN I B bzw. II I/J), MFN2 (HMSN II A2), GJB1/Cx32 (HMSN X1)

Punktmutationssuche in den Genen: MPZ/P0 (HMSN I B bzw. II I/J), LITAF/SIMPLE (HMSN I C), EGR2 (HMSN I D), PMP22 (HMSN I E), MFN2 (HMSN II A2), HSPB8/HSP22 (HMSN II F), MPZ/P0 (HMSN II I/J), HSPB1/HSP27 (HMSN II L), GJB1/Cx32 (HMSN X1)

Zusätzlich sind die Gene Bestandteil unseres NGS-Neuropathiepanels.

HMSN Typ III

Punktmutationssuche in den Genen: PMP22-, MPZ– und EGR2-Gen

Die genetische Abklärung der klinischen Verdachtsdiagnosen HMSN Typ I, II, III bzw. HNPP erfolgt stufenweise nach Rücksprache.

Dauer der Untersuchung: variiert je nach Anforderung; bis zu 8 Wochen nach Probeneingang
Kosten : auf Anfrage

HNPP MLPA: Akkreditiertes Verfahren nach DIN EN ISO 15189:2024

Hereditäres nicht-polypöses kolorektales Karzinom (Hereditary Non-Polyposis Colorectal Cancer; HNPCC; Lynch-Syndrom)

OMIM: 120435 HNPCC1, 120436 MLH1, 609309 MSH2, 600678 MSH6, 600259 PMS2

Hintergrund

HNPCC ist ein autosomal-dominant vererbtes Krankheitsbild, das durch deutlich erhöhte Risiken für das Auftreten von Krebserkrankungen, v. a. Darmkrebs gekennzeichnet ist. Zur Abklärung, ob ein Tumor im Rahmen eines HNPCC-Syndroms entstanden ist, existieren klinische Diagnosekriterien, die die Eigen- und Familienanamnese berücksichtigen.

Amsterdam-I-Kriterien (Vasen et al., 1991)

Alle Kriterien müssen zutreffen:

Mindestens drei Familienangehörige mit histologisch gesichertem kolorektalem Karzinom, davon einer mit den beiden anderen erstgradig verwandt; FAP muss ausgeschlossen sein.
Wenigstens zwei aufeinander folgende Generationen sind betroffen.
Bei mindestens einem Patienten Diagnosestellung vor dem 50. Lebensjahr.

Amsterdam-II-Kriterien (Vasen et al., 1999)

Alle Kriterien müssen zutreffen:

Mindestens drei Familienangehörige mit histologisch gesichertem kolorektalem Karzinom oder einem Karzinom des Endometriums, Dünndarms, Ureters oder Nierenbeckens, davon einer mit den beiden anderen erstgradig verwandt; FAP muss ausgeschlossen sein.
Wenigstens zwei aufeinander folgende Generationen sind betroffen.
Bei mindestens einem Patienten Diagnosestellung vor dem 50. Lebensjahr.

Revidierte Bethesda-Kriterien (Umar et al., 2004)

Tumoren von Patienten sollten auf das Vorliegen genomischer Instabilität in folgenden Fällen untersucht werden:

Patienten mit kolorektalem Karzinom vor dem 50. Lebensjahr
Patienten mit synchronen oder metachronen kolorektalen Karzinomen oder anderen HNPCC-assoziierten Tumoren*, unabhängig vom Alter
Patienten mit kolorektalem Karzinom mit MSI-H Histologie** vor dem 60. Lebensjahr
Patient mit kolorektalem Karzinom (unabhängig vom Alter), der einen Verwandten 1 Grades mit einem kolorektalen Karzinom oder einem HNPCC-assoziierten Tumor vor dem 50. Lebensjahr hat
Patient mit kolorektalem Karzinom (unabhängig vom Alter), der mindestens 2 Verwandte 1. oder 2. Grades hat, bei denen ein kolorektales Karzinom oder ein HNPCC-assoziierter Tumor (unabhängig vom Alter) diagnostiziert wurde.

*zu HNPCC-assoziierten Tumoren gehören Tumore im Kolorektum, Endometrium, Magen, Ovarien, Pankreas, Urothel, Gallengang, Dünndarm und Gehirn (meist Glioblastome wie bei Turcot-Syndrom) sowie Talgdrüsenadenome und Keratoakanthome (bei Muir-Torre-Syndrom)
**Vorliegen von Tumor-infiltrierenden Lymphozyten, Crohn-ähnlicher lymphozytärer Reaktion, muzinöser/Siegelring-Differenzierung oder medullärem Wachstumsmuster

Erforderliches Probenmaterial

Für Mikrosatellitenuntersuchung: Tumorblöckchen mit umgebendem Normalgewebe oder zusätzlicher EDTA-Blutprobe
Für Keimbahnmutationssuche der Gene MLH1, MSH2 oder MSH6: 5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Aus der Probe wird genomische DNA isoliert. Die Untersuchung auf Mikrosatelliteninstabilität als wegweisende Untersuchung im Hinblick auf HNPCC erfolgt mittels Fragmentlängen-Analyse bestimmter DNA-Regionen im Vergleich von Normal- und Tumorgewebe. Sind diese Untersuchungen hinweisend oder sind die Amsterdam-Kriterien erfüllt, erfolgt eine Keimbahnmutationssuche der Gene MLH1, MSH2, MSH6 oder PMS2. Hierfür wird zunächst eine quantitative Untersuchung mittels MLPA durchgeführt, bei unauffälligem Ergebnis folgt die Sequenzierung der exonischen und flankierenden intronischen Bereiche der Gene.

Dauer der Untersuchung: bis zu 4 Monate je nach Untersuchung
Kosten: auf Anfrage

Hereditäre sensorisch-autonome Neuropathien (HSAN Typ IV / CIPA)

Hereditäre sensorisch-autonome Neuropathien (HSAN Typ IV / CIPA)

OMIM: 256800 (HSAN IV)

Hintergrund

Die hereditären sensorisch-autonomen Neuropathien (HSAN) stellen eine klinisch und genetisch heterogene Gruppe von erblichen Erkrankungen des peripheren Nervensystems dar.

HSAN IV

Bei der HSAN Typ IV (engl.: congenital insensitivity to pain with anhidrosis, CIPA) bestehen von Geburt an Analgesie und Anhidrose. Die Kinder zeigen selbstverstümmelndes Verhalten (Abbeißen der Zungenspitze, Amputationen der Finger) sowie rezidivierende Fieberschübe unklarer Ursache. Mentale Retardierung ist fast immer vorhanden. Häufig findet man darüber hinaus multiple Knochenfrakturen, schlechte Wundheilung, Ulzerationen der Cornea und andere Auffälligkeiten.

Neuropathologisch zeichnet sich die Erkrankung durch Fehlen der nicht myelinisierten Axone, verminderte Anzahl der kleinen myelinisierten Axone sowie normale, jedoch nicht innervierte Schweißdrüsen aus. Die motorische und sensorische Nervenleitgeschwindigkeit ist in der Regel normal. Intrakutaner Histamintest und Pilocarpin-Iontophorese sind meist negativ.

Die HSAN IV wird autosomal rezessiv vererbt. 1996 gelang es der Arbeitsgruppe um Y. Indo, das verantwortliche Gen zu identifizieren. Das NTRK1 (neurotrophic tyrosine receptor kinase 1)-Gen kodiert für eine Rezeptortyrosinkinase, den neuronalen Wachstumsfaktor. Bei von HSAN IV betroffenen Patienten wurden verschiedene Punktmutationen, Deletionen und splice site-Mutationen in diesem Gen identifiziert.

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Punktmutationssuche im NTRK1-Gen (HSAN IV). Zusätzlich ist das Gen Bestandteil unseres NGS-Neuropathiepanels.

Dauer der Untersuchung: bis zu 3 Wochen nach Probeneingang
Kosten: auf Anfrage

Hereditäre Spastische Paraplegie (HSP/SPG) *

OMIM: 182600 (SPG3A), 182601 (SPG4), 607259 (SPG7), 604360 (SPG11), 610250 (SPG31)

Synonyme

Familiäre Spastische Paraplegie (FSP)
Spastische Paraplegie (SPG)
Spastische Spinalparalyse (SSP)

Hintergrund

Bei den HSP handelt es sich um eine klinisch und genetisch heterogene Gruppe von Erkrankungen, die mittlerweile 48 Unterformen umfasst, und deren genetische Ursache noch nicht bei allen Formen bekannt ist. Klinisch lassen sich die verschiedenen Formen in zwei Untergruppen, in die reine/unkomplizierte und in die komplizierte HSP unterteilen. Die klinischen Symptome der reinen/unkomplizierten Form sind:

Spastische Tonuserhöhung der Muskulatur der unteren Extremitäten
Gesteigerte Muskeleigenreflexe
Positives Babinski-Zeichen
Muskelschwäche
Reduziertes Vibrationsempfinden
Blasenentleerungsstörung

Zusätzlich können bei der komplizierten Form weitere Symptome auftreten. Hierzu zählen:

Mentale Retardierung
Epilepsie
Demenz
Ataxie
Taubheit
Opticusatrophie
u.a.

Die Ausprägung der klinischen Symptomatik ist sehr variabel, sowohl bei Betroffenen innerhalb derselben Familie wie auch zwischen unverwandten Patienten. Die HSP kommt sowohl bei Frauen sowie Männern vor und kann in jedem Alter beginnen. Man findet einen Erkrankungsgipfel vor dem 6. Lebensjahr und einen zweiten zwischen 20 bis 40.

Genetik

Die Erkrankung kann dem autosomal dominanten (70-80%), dem autosomal rezessiven (20%) oder dem X-chromosomal rezessiven (selten) Erbgang folgen. Bei 40% der Familien mit autosomal dominanter (mehrere Betroffene Familienmitglieder in mehreren Generationen) HSP werden Mutationen im Spastin-Gen (SPG4) nachgewiesen. In bis zu 10 % der Familien werden Mutationen im Atlastin-Gen (SPG3) und in 6% der Fälle Mutationen im REEP1-Gen (SPG31) nachgewiesen, wobei bei den Typen 3 und 31 häufiger erste Symptome bereits im Kindes- oder Jugendalter auftreten. Bei sporadischen Fällen (nur ein Fall in der betreffenden Familie bekannt) werden Mutationen in diesen Genen seltener nachgewiesen (Neumutation oder Familiengeschichte unbekannt).

Sind mehrere Geschwister betroffen oder liegt ein verwandtschaftliches Verhältnis der Eltern vor, kann die Untersuchung des Paraplegin-Gens (SPG7, autosomal rezessiver Erbgang) sinnvoll sein. Liegen bei einem Patienten neben der Spastik noch zusätzliche typische Symptome, inklusive Auffälligkeiten in der Bildgebung des Kopfes (v.a. dünner Balken) vor, kann es sich um eine SPG 11 (Spatacsin-Gen) handeln.

Tabelle 1: Übersicht der bisher bekannten Loci und Gene

Name	OMIM-Nr.	Genlocus	Vererbung	Protein	Form
SPG1	303350	Xq28	X-Chr.	L1CAM	k
SPG2	312920	Xq22	X-Chr.	PLP1	r + k
SPG3A	182600	14q11-q21	AD	Atlastin	r
SPG4	182601	2p22-p21	AD	Spastin	r + k
SPG5A	270800	8q21.3	AR	CYP7B1	r + k
SPG6	600363	15q11.1	AD	NIPA1	r
SPG7	607259	16q24.3	AR	Paraplegin	r + k
SPG8	603563	8q24.13	AD	Strumpellin	r
SPG9	601162	10q23.3-q24.2	AD	unbekannt	k
SPG10	604187	12q13	AD	KIF5A	r + k
SPG11	604360	15q21.1	AR	Spatacsin	k
SPG12	604805	19q13	AD	unbekannt	r
SPG13	605280	2q33.1	AD	HSP60	r
SPG14	605229	3q27-q28	AR	unbekannt	k
SPG15	270700	14q24.1	AR	Spastizin	k
SPG16	300266	Xq11.2-q23	X-Chr.	unbekannt	r + k
SPG17	270685	11q13	AD	Seipin	k
SPG18	611225	8p12-p11.21	AR	unbekannt	k
SPG19	607152	9q33-q34	AD	unbekannt	r
SPG20	275900	13q12.3	AR	Spartin	k
SPG21	248900	15q21-q22	AR	Maspardin	k
SPG22*	(300523)	(Xq21)	(X-Chr.)		(k)
SPG23	270750	1q24-q32	AR	unbekannt	k
SPG24	607584	13q14	AR	unbekannt	r
SPG25	608220	6q23.3-q24.1	AR	unbekannt	k
SPG26	609195	12p11.1-12q14	AR	unbekannt	k
SPG27	609041	10q22.1-q24.1	AR	unbekannt	r + k
SPG28	609340	14q21.3-q22.3	AR	unbekannt	r
SPG29	609727	1p31.1-p21.1	AD	unbekannt	k
SPG30	610357	2q37.3	AR	unbekannt	k
SPG31	610250	2p11.2	AD	REEP1	r + k
SPG32	611252	14q12-q21	AR	unbekannt	k
SPG33	610244	10q24.2	AD	ZFYVE27	r
SPG34	300750	Xq24-q25	X-Chr.	unbekannt	r
SPG35	612319	16q21-q23.1	AR	FA2H (?)*	k
SPG36	613096	12q23–q24	AD	unbekannt	k
SPG37	611945	8p21.1-q13.3	AD	unbekannt	r
SPG38	612335	4p16-p15	AD	unbekannt	k
SPG39	612020	19p13.3	AR	PNPLA6	k
SPG40		noch keine		Daten vor-
SPG41	613364	11p14.1-p11.2	AD	unbekannt	r
SPG42	612539	3q25.31	AD	SLC33A1	r
SPG43		19p13.11-q12	AR	unbekannt	k
SPG44	613206	1q41-q42	AR	GJC2	k
SPG45	613162	10q24.3-q25.1	AR	MRPL43(?)*	k
SPG46		9p21.2-q21.12	AR	unbekannt	k
SPG47		1p13.2-1p12	AR	unbekannt	k
SPG48	613647	7p22.1	AR	KIAA0415	k(?)

Legende: AD = autosomal dominant; AR = autosomal rezessiv; klin. = klinisches;
k = kompliziert; OMIM = Online Mendelian Inheritance in Man; r = rein;
X-Chr. = X-chromosomal rezessiv; * = genauere Untersuchungen sind noch notwendig

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Aus der Blutprobe wird genomische DNA isoliert und das entsprechende Gen / die entsprechenden Gene mittels direkter DNA-Sequenzierung und MLPA-Analyse (für größere Stückverluste) untersucht. Die SPG-Gene sind verschieden groß, das SPG4-Gen besteht z.B. aus 17 Exons (DNA-Stücken), das SPG3-Gen aus 14 Exons, das SPG31-Gen aus 7 Exons, das SPG7-Gen aus 17 Exons und das SPG11-Gen aus 40 Exons. Zusätzlich sind die Gene Bestandteil unseres NGS-Paraplegiepanels.

Dauer der Untersuchung: 8 bis 10 Wochen nach Probeneingang (pro unters. Gen)
Kosten: auf Anfrage, bei gesetzlich Versicherten Personen kann die Analyse über einen Überweisungsschein abgerechnet werden

Typ 31 sowie Typ 3, 4, 7, 11 MLPA: Akkreditiertes Verfahren nach DIN EN ISO 15189:2024

Hypoaldosteronismus

OMIM: 203400 (CMOI), 610600 (CMOII), 124080 (CYP11B2)

Hintergrund

Kongenitaler Hypoaldosteronismus (Aldosteron-Synthase-Mangel; corticosterone methyl oxidase; CMO) wird bei Kleinkindern mit lebensbedrohlichem Salzverlust, Gedeihstörungen, Hyponatriämie und Hypokaliämie manifest. Selten wird die Krankheit auch bei Erwachsenen mit Hypoaldosteronismus, erhöhten Renin-Blutspiegeln und mit der anamnestischen Angabe von Gedeihstörungen in der Kindheit diagnostiziert [1]. Biochemisch werden die Formen CMOI und CMOII unterschieden. Bei CMOI ist 18-Hydroxykortikosteron reduziert und in CMOII überproduziert, wobei bei CMOI im Serum-Aldosteron so gut wie nicht nachweisbar ist. Bei CMOII variieren die Serum-Aldosteron von reduziert bis normal. Die Krankheit wird autosomal-rezessiv vererbt. Ursache sind Mutationen im CYP11B2 (Aldosteronsynthase)-Gen. Inzwischen wurden >20 Mutationen im CYP11B2-Gen (8q21-q22) veröffentlicht [2].

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Aus der Blutprobe wird genomische DNA isoliert, und für Mutationsanalysen im CYP11B2-Gen (NM_000498) werden die 9 Exons mittels Polymerase-Kettenreaktion (PCR) amplifiziert und unter Einschluss der konservierten Exon-Intron-Grenzen direkt sequenziert.

Dauer der Untersuchung: bis zu 4 Wochen nach Probeneingang
Kosten: auf Anfrage

Zusätzliche Informationen zum Hypoaldosteronismus:

[1] Datenbank Orphanet
[2] Datenbank HGMD

Kongenitale autosomal-rezessive Schwerhörigkeit/ Taubheit (nicht-syndromal), DFNB1, non-syndromic hearing loss (NSHL) *

OMIM: 220290 (Autosomal rezessive nichtsyndromale Schwerhörigkeit, DFNB1)

Hintergrund

Nicht-syndromale Schwerhörigkeit und Taubheit (DFNB1) sind definiert durch kongenitale, nicht-progressive, milde bis schwere sensorineurale Hörminderung ohne weitere klinische Aspekte. Mutationen im GJB2– und GJB6-Gen sind meist ursächlich für das Beschwerdebild. Diese Gene kodieren für die Connexin 26 bzw. Connexin 30 Proteine, welche zur Bildung von interzellulären Ionenkanälen benötigt werden, welche u.a. im Hörprozess eine große Rolle spielen. 98% der DFNB1-Betroffenen weisen zwei Mutationen im GJB2-Gen auf. In >50% der Fälle weisen Individuen nordeuropäischen Ursprungs die häufigste DFNB1-Mutation, c.35delG, im homozygoten Zustand auf. 2% der DFNB1-Betroffenen haben entweder eine Mutation im GJB2-Gen und eine große Deletion, die Teile des GJB6 Gens einschließt, im compound heterozygoten Zustand oder die große Deletion im homozygoten Zustand.

Klinische Diagnose

Die klinische Diagnose einer DFNB1-bedingten Schwerhörigkeit/Taubheit ist gegeben, wenn

eine kongenitale und allgemein nicht progressive, milde bis schwere sensorineurale Hörbehinderung vorliegt. Diese wird mittels der auditorischen Hirnstammreaktion (ABR) oder Reintonaudiometrie ermittelt. Die Klassifizierung in milde, moderate, moderat starke, starke oder schwere Schwerhörigkeit erfolgt, wenn entsprechender Hörverlust von 26-40 decibel (db), 41-55 db, 56-70 db, 71-90 db oder 90 db vorliegt.
keine weiteren klinischen Symptomatiken vorliegen, die Hörminderung zur Folge haben.
eine positive Familienanamnese mit nicht-syndromaler Schwerhörigkeit vorliegt, welche einer autosomal rezessiven Vererbung entsprechen könnte.

Vererbung

DFNB1 wird autosomal rezessiv sowie möglicherweise digenisch vererbt. Hierbei treten Mutationen im GJB2– und GJB6-Gen auf. Eltern eines DFNB1-betroffenen Kindes haben bei jeder Schwangerschaft ein 25% Risiko auf ein schwerhöriges Kind, eine 50% Chance auf ein Kind, welches Träger einer der beiden Mutationen ist, und eine 25% Chance auf ein Kind, welches nicht Mutationsträger ist.

Therapie

Die Behandlung der Symptome erfolgt mittels Hörhilfen sowie die Einbindung in entsprechende Lernprogramme/Einrichtungen. In schweren Fällen der Schwerhörigkeit (>90db Verlust) könnte ein Cochlea-Implantat helfen.

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Das DFNB1-Panel beinhaltet die Identifikation von Deletion und Duplikationen des GJB2- und GJB6-Gens mittels MLPA Analyse (Multiplex Ligation-dependent Probe Amplification). Simultan werden Exon 1 und 2 des GJB2-Gens mittels Sanger-Sequenzierung auf Mutationen untersucht.

Bei unauffälligem Befund und bei weiter bestehendem klinischem Verdacht kann zudem eine Panel-Analyse erfolgen.

Dauer der Untersuchung: bis zu 3-6 Wochen nach Probeneingang
Kosten: auf Anfrage

Akkreditiertes Verfahren nach DIN EN ISO 15189:2024

Kongenitale Muskeldystrophie mit primärem Merosin-Mangel *

OMIM: 607855 (MDC1A), 156225 (LAMA2)

Hintergrund

Die kongenitalen Muskeldystrophien (CMD) stellen eine heterogene Gruppe autosomal-rezessiv vererbter Erkrankungen dar. Leitsymptome bei den elf bisher beschriebenen Untergruppen der CMD sind generalisierte Muskelhypotonie, Muskelschwäche, verzögerte motorische Entwicklung und variable Kontrakturen bei Geburt bzw. innerhalb der ersten sechs Lebensmonate. Anhand immunhistochemischer Muskel-Untersuchung können die verschiedenen Formen der CMD unterschieden und eine gezielte molekulargenetische Untersuchung durchgeführt werden.

Die kongenitale Muskeldystrophie mit primärem Merosin-Mangel (MDC1A; Merosinopathie) ist die häufigste CMD in Europa. Bei dieser klassischen CMD-Form fehlt in der Immunhistochemie α2-Laminin (Merosin) zumindest teilweise als Folge von Mutationen im α2-Laminin Gen (LAMA2). Betroffene Kinder zeigen schwere generalisierte Muskelhypotonie und Schwäche. Neonatal kann es zu Schluck- und Atemstörungen kommen. Freies Stehen/Laufen wir nur selten erlernt. Manchmal treten leichte mentale Entwicklungsstörungen und zerebrale Krampfanfälle auf. Zusätzlich können die Patienten an Leukenzephalopathie, Kardiomyopathie oder Epilepsie leiden. Häufig korreliert das Ausmaß des Laminin 2-Mangels mit der Schwere der Erkrankung. Andererseits lässt partieller Laminin 2-Mangel keine sichere Prognose zu. Bisher wurden >80 Mutationen im LAMA2-Gen (6q22-q23; 65 Exons; cDNA 9,4kb) nachgewiesen.

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Aus der Blutprobe wird genomische DNA isoliert. Für Mutationsanalysen im LAMA2-Gen werden alle 65 Exons mittels Polymerase-Kettenreaktion (PCR) amplifiziert und unter Einschluss der konservierten Exon/Intron Grenzen direkt sequenziert. Zusätzlich kann ein Duplikations- bzw. Deletions-screening mittels Multiplex ligation dependent probe amplification (MLPA) des LAMA2-Gens (MRC-Holland; P391-A1 und P392-A1) durchgeführt werden. Zusätzlich ist das Gen Bestandteil unseres NGS-Muskelpanels.

Dauer der Untersuchung: bis zu 6 Wochen nach Probeneingang
Kosten: auf Anfrage

Zusätzliche Information Kongenitale Muskeldystrophie:

[1] Allamand & Guicheney 2002 Merosin-deficient congenital muscular dystrophy, autosomal recessive (MDC1A, MIM#156225, LAMA2 gene coding for a2 chain of laminin) European Journal of Human Genetics
[2] Datenbank NCBI GeneReviews

MLPA: Akkreditiertes Verfahren nach DIN EN ISO 15189:2024

Kongenitale Muskeldystrophie-Dystroglykanopathie mit Gehirn und Augenanomalien Typ 1A11 (Kongenitale Muskeldystrophie 1B)

OMIM: 615181 (MDDGA11; MDC1B); 610194 (B3GALNT2)

Hintergrund

Das Gen Beta-1,3-N-Acetylgalactosaminyltransferase 2 (B3GALNT2), in dem Mutationen zu der kongenitalen Muskeldystrophie-Dystroglykanopathie mit Gehirn und Augenanomalien Typ 1A11 oder auch kongenitalen Muskeldystrophie 1B (MDDGA11; MDC1B) führen, wurde erst kürzlich beschrieben [1]. Das B3GALNT2-Gen ist auf dem langen Arm des Chromosoms 1 (1q42.3) lokalisiert und umfasst 12 Exons. Diese CMD-Form ist assoziiert mit psychomotrischen Entwicklungsstörungen und verkürzter Lebenserwartung. Der Phänotyp schließt die alternativen klinischen Krankheitszeichen des Walker-Warburg Syndroms und die Muskel-Augen-Gehirnkrankheit mit ein. Betroffene Kinder zeigen schwere generalisierte Muskelhypotonie und Schwäche. Neonatal kann es zu Schluck- und Atemstörungen kommen. Manchmal treten leichte mentale Entwicklungsstörungen und zerebrale Krampfanfälle auf. Zusätzlich können die Patienten an Leukenzephalopathie, Kardiomyopathie oder Epilepsie leiden. In einem konsanguinen arabischen Kind wurden in der Muskelbiopsie dystrophe Veränderungen und partiale Merosindefizienz festgestellt [2].

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Aus der Blutprobe wird genomische DNA isoliert. Für Mutationsanalysen im B3GALNT2-Gen werden alle 12 Exons mittels Polymerase-Kettenreaktion (PCR) amplifiziert und unter Einschluss der konservierten Exon/Intron Grenzen direkt sequenziert. Zusätzlich ist das Gen Bestandteil unseres NGS-Muskelpanels.

Dauer der Untersuchung: bis zu 4 Wochen nach Probeneingang
Kosten: auf Anfrage

Zusätzliche Information Kongenitale Muskeldystrophie:

[1]Stevens, E., Carss, K. J., Cirak, S., Foley, A. R., Torelli, S., Willer, T., Tambunan, D. E., Yau, S., Brodd, L., Sewry, C. A., Feng, L., Haliloglu, G., and 14 others. Mutations in B3GALNT2 cause congenital muscular dystrophy and hypoglycosylation of alpha-dystroglycan. Am. J. Hum. Genet. 92: 354-365, 2013.[2] Datenbank Genatlas

Maligne Hyperthermie (MHS1)

OMIM: 145600 (MHS1), 180901 (RYR1)

Hintergrund

Maligne Hyperthermie (Malignant hyperthermia susceptibility 1; MHS1) ist eine seltene (~1:10.000), autosomal dominant (ad) vererbte, „pharmakogenetische“ Erkrankung. Bei klinisch-neurologisch meist unauffälligen Patienten wird die Erkrankung erst bei Narkosen erkannt, wobei die gesamte Skelettmuskulatur abnorm auf halogenierte Anästhetika und depolarisierende Muskelrelaxantien (sog. Trigger-Substanzen) reagiert.
Während einer MHS1-Krise entgleist die Kontrolle des Kalziumstoffwechsels. Erhöhte Kalziumkonzentration bewirkt generelle Stimulation sämtlicher energieverbrauchender Prozesse in der Skelettmuskulatur (quergestreifte Muskeln) und führt zur charakteristischen Stoffwechselsteigerung im gesamten Organismus durch Erhöhung des Blutdrucks und der Pulsfrequenz mit erhöhter Körpertemperatur. Das klinische Bild kann von differentialdiagnostisch schwer zu erfassenden MHS1-Episoden bis zur fulminanten MHS1-Krise reichen. Die frühzeitige Diagnose erfolgt dank monitoring der Patienten mit Elektrokardiographie (EKG) und Kapnographie.
Abklärung bei MHS1-verdächtigen Reaktionen erfolgt mit der in-vitro Muskelkontrakturtests (IVT) mit Halothan und Koffein.

Molekulargenetische Diagnostik

MHS1 ist eine genetisch heterogene Erkrankung. Ein wichtiger krankheitsverursachender Lokus wurde für die MHS1 auf die Chromosomen-Region 19q12-13.2 eingegrenzt. In diesem chromosomalen Bereich wurde das Gen für den muskulären Ryanodinrezeptor (RYR1), den Ca2-freisetzenden Ca2-Kanal des sarkoplasmatischen Retikulums kartiert. Das 159.000 Basenpaar große Gen umfasst 106 Exons und ist mit 2.200 kDA und 5000 Aminosäuren für die vollständige Mutationsanalyse recht groß. Mehr als 200 hotspot-Mutationen verursachen MHS1. Diese Mutationen werden bei ~45% der MHS1-Patienten identifiziert.

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Aus der Blutprobe wird genomische DNA isoliert und 51 Exons (2-6, 8, 9, 10-15, 17, 24, 33, 34, 38-40, 42-48, 51, 52, 67, 71, 73-75, 85, 86, 90, 91, 94, 95, 97, 98-104) des RYR1-Gens durchgeführt. Bei entsprechender klinischer Fragestellung und vorliegendem in vitro Kontraktion Tests kann die Sequenzierung der restlichen Exons des RYR1-Gens angeboten werden.

Zusätzlich ist das o.g. Gen Bestandteil unseres NGS-Muskelpanels. Diese Panelanalyse kann momentan nur auf Anfrage und nach Einzelfallgenehmigung durch die Krankenkassen durchgeführt werden.

RYR1-Mutationen sind tabellarisch bei HGMD (The Human Gene Mutation Database Cardiff) aufgelistet: http://www.hgmd.cf.ac.uk/ac/index.php

Ausführliche Informationen zur malignen Hyperthermie:
European Malignant Hyperthermia Group (EMHG)

Dauer der Untersuchung: bis zu 4 Wochen nach Probeneingang (Sequenzierung)
Kosten: auf Anfrage

Ausführliche Informationen zur malignen Hyperthermie:

European Malignant Hyperthermia Group (EMHG)

**Morbus Alexander (Alexander disease)**

OMIM: 203450

Hintergrund

Morbus Alexander ist eine neurogenetische Erkrankung, welche insbesondere mit einer Degeneration der weißen Substanz einhergeht. Es können verschiedene Verlaufsformen unterschieden werden: Das Manifestationsalter kann in der frühen Kindheit (infantil), im 1.-2. Lebensjahrzehnt (juvenil) oder im Erwachsenenalter (adult) liegen, wobei mildere Verlaufsformen mit einem späteren Manifestationsalter einhergehen. Charakteristisch ist bei Kleinkindern mit Morbus Alexander eine Leukodystrophie, Makrocephalus, das Auftreten von Krampfanfällen und psychomotorische Retardierung. Bei der juvenilen und adulten Form sind klinisch charakteristisch Ataxie, Bulbärsymptomatik und Spastik. Neuroradiologische Kriterien wurden von van der Knaap definiert (AJNR, 2001): Unter anderem sind Veränderungen der weißen Substanz, eine Erweiterung des Ventrikelsystems, Veränderungen in Basalganglien und Thalamus sowie Veränderungen des Hirnstamms kennzeichnend.

Ursache für Morbus Alexander sind Mutationen im Glial Fibrillary Acidic Protein (GFAP)-Gen, welche zu zytoplasmatischen Einschlüssen, den sogenannten Rosenthal-Fasern, in Astrozyten führen. Eine sichere Bestätigung der Diagnose war früher nur durch die neuropathologische Untersuchung und den Nachweis sog. Rosenthal-Fasern möglich. Die genetische Untersuchung ermöglicht nun die schnelle Abklärung bei klinischem Verdacht auf Morbus Alexander.

Die häufigste, infantile Verlaufsform tritt in der Regel sporadisch auf; bei allen bisher molekulargenetisch bestätigten Fällen wurden dominante Neumutationen im GFAP-Gen als Ursache nachgewiesen. Bei spät manifesten Verlaufsformen wurden auch Familien mit autosomal-dominanter Vererbung beschrieben.

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Aus der Blutprobe wird genomische DNA isoliert und die kodierende Sequenz des GFAP-Gens mittels Sequenzanalyse untersucht.

Dauer der Untersuchung: bis zu 4 Wochen nach Probeneingang
Kosten: auf Anfrage

Morbus Huntington (HD) *

OMIM: 143100 (HD)

Hintergrund

Morbus Huntington (MH; Huntington’s disease, HD; früher Chorea Huntington) gehört zu den progredienten neurodegenerativen Erkrankungen. Die Prävalenz in Europa liegt etwa bei etwa 10 pro 100000 Einwohner. Typische Symptome sind unkontrollierbare Hyperkinesen sowohl der Extremitäten wie auch der Rumpf- und Kopfmuskulatur. Fast immer findet sich im Krankheitsverlauf kognitiver Abbau, dessen Schweregrad jedoch sehr variabel sein kann. Psychiatrische Symptome sind häufig und mannigfaltig (affektive Störungen, paranoide Psychosen u.a.). Histopathologisch findet sich bei MH ein selektiver Untergang bestimmter Neurone, besonders im Bereich der Stammganglien (Nucl. Caudatus), aber auch im Bereich der Hirnrinde. MH ist eine spät-manifestierende Erkrankung. Erste Symptome treten oft zwischen dem 35. und 45. Lebensjahr auf. Allerdings kommen sowohl Fälle mit früherem wie auch sehr viel späterem Erkrankungsbeginn vor. Juvenile Fälle sind sehr selten und unterscheiden sich klinisch meist von der klassischen Form des MH (sog. Westphal-Variante).
MH folgt dem autosomal-dominanten Erbgang, d.h. Erkrankte tragen praktisch immer ein mutiertes sowie ein Normalallel. Das Risiko für Nachkommen von MH-Patienten, selbst Mutationsträger zu sein, beträgt daher 50% – unabhängig vom Geschlecht. Das MH-Gen (Huntingtin, HTT) wurde auf Chromosom 4p lokalisiert. Der pathogenetische Mechanismus besteht in einer abnormen Verlängerung eines Trinukleotid-Blocks (CAG)n innerhalb des ersten Exons des Gens, der zu einer verlängerten Polyglutaminkette innerhalb des Huntingtin-Proteins führt. Normalallele umfassen bis zu 35 CAG-Wiederholungen, während CAG-Blöcke mit 36 oder mehr Wiederholungen zur Erkrankung führen. Für Allele zwischen 36 und 40 CAG ist dabei reduzierte Penetranz beschrieben worden, d.h. nicht alle Mutationsträger erkranken im Laufe des Lebens. Allele zwischen 27 und 35 CAG sind nicht mit Krankheitssymptomen assoziiert; für Nachfahren besteht jedoch ein erhöhtes Risiko für eine Expansion in den pathologischen Bereich.

Beim prädiktiven genetischen Testverfahren für MH wird untersucht, ob eine Risikoperson Mutationsträger ist und somit im Laufe des Lebens an HD erkranken wird. Voraussetzung hierfür ist die Einbindung des Ratsuchenden in den humangenetischen Beratungsprozess mit begleitender psychotherapeutischer Unterstützung gemäß dem §10 Gen-DG. Tests bei Minderjährigen und pränatale Untersuchungen für MH sind Gen-DG nicht möglich.

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Aus der Blutprobe wird genomische DNA isoliert und der CAG-Triplett Abschnitt des HTT-Gens mittels PCR amplifiziert. Die Längenbestimmung der PCR-Produkte und die daraus resultierende Anzahl der CAG-Tripletts erfolgt mittels Kapillarelektrophorese.

Dauer der Untersuchung: bis zu 4 Wochen nach Probeneingang
Kosten: auf Anfrage

Akkreditiertes Verfahren nach DIN EN ISO 15189:2024

Myotilinopathie (LGMD1A)

Myotilinopathie (LGMD1A)

OMIM: 159000 (LGMD1A), 609200 (Myotilinopathy), 604103 (TTID/MYOT)

Hintergrund

Die Myotilinopathie (LGMD1A) ist eine autosomal dominant vererbte Gliedergürtel-Muskeldystrophie. Sie wird verursacht durch Mutationen im Myotilin (MYOT/ehemals TTID) Gen auf Chromosom 5q31. Der Verlust von Myotilin führt außerdem zu allelischen Formen der LGMD1A, zur myofibrillären Myopathie und zur spheroid body Myopathie. Myotilin ist ein Sarkomerprotein, das hauptsächlich im Skelettmuskel aber auch geringgradig im Herzmuskel exprimiert ist. Die Krankheit beginnt zwischen 40-75 Jahren mit Muskelschwäche in der distalen und proximalen Beinmuskulatur. In einigen Patienten wurden Cardiomyopathien, Atembeschwerden und periphere Neuropathien festgestellt. Bisher wurden insgesamt fünf Mutationen im MYOT-Gen beschrieben.

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Aus der Blutprobe wird genomische DNA isoliert, und für Mutationsanalysen im MYOT-Gens (NM_006790) werden die neun codierenden Exons mittels Polymerase-Kettenreaktion (PCR) amplifiziert und unter Einschluss der konservierten Exon/Intron-Grenzen direkt sequenziert. Zusätzlich ist das Gen Bestandteil unseres NGS-Muskelpanels.

Dauer der Untersuchung: bis zu 4 Wochen nach Probeneingang
Kosten: auf Anfrage

Zusätzliche Information zur Myofibrillären Myopathie:

Datenbank NCBI GeneReviews

Zusätzliche Information zur LGMD:

Datenbank NCBI GeneReviews
Datenbank Orphanet

Nemaline Myopathie (NEM 1-8)

OMIM: 609284 (NEM1); 191030 (TPM3); 256030 (NEM2); 161650 (NEB); 161800 (NEM3); 102610 (ACTA1); 609285 (NEM4); 190990 (TPM2); 605355 (NEM5); 191041 (TNNT1); 609273 (NEM6); 613727 (KBTBD13); 610687 (NEM7); 601443 (CFL2); 615348 (NEM8); 615340 (KLHL40)

Hintergrund

Die nemalinen Myopathien sind eine klinisch und genetisch heterogene neuromuskuläre Erkrankungsgruppe mit in der Regel nicht progredienter Muskelschwäche unterschiedlichen Schweregrades. Das Manifestationsalter der NEM ist sehr variabel und wird klinisch nach Beginn und Schwere der Muskel- und Atemprobleme in mehrere Gruppen unterteilt. NEM wird sowohl autosomal-dominant wie auch autosomal-rezessiv vererbt, und Mutationen in 7 Genen wurden bisher als Ursache erkannt: TPM3 (1q22, a-Tropomyosin-3; NEM1), NEB (2q22, Nebulin; NEM2), ACTA1 (1q42.1, Skelettmuskel-Alpha-Actin; 1 NEM3), TPM2(9p13, Beta-Tropomyosin; NEM4), TNNT1 (19q13, Troponin T1; NEM5), KBTBD13 (15q22.31, Kelch Repeat and BTB/POZ Domains-Containing Protein 13; NEM6) CFL2 (14q12, Cofilin-2; NEM7) und KLHL40 (3p22.1, Kelch-Like 40; NEM8) [1; 2; 3]. Die Diagnose wird durch histologischen Nachweis von stabförmigen Strukturen, den sog. nemaline bodies (griech. nema = Faden), im Muskelbiopsat gesichert.

Alle Gene für NEM 1-8 können mittels Sanger-Sequenzierung untersucht werden, sind aber auch Bestandteil unseres NGS-Muskelpanels.

NEM1

NEM1 ist eine meist autosomal dominant vererbte neuromuskuläre Erkrankung. Sie wird verursacht durch Mutationen im TPM3-Gen. NEM1 ist charakterisiert durch Krankheitsbeginn im frühen Kindsalter mit langsam progressiver Schwäche der Gesicht-, Halsbeuger- und proximalen Muskulatur der Gliedmaßen, Muskelhypotonie und reduzierte bis fehlende tiefer Sehnenreflexe.

Methode

Aus der Blutprobe wird genomische DNA isoliert und für Mutationsanalysen im TPM3-Gens (NEM1) werden die 14 Exons mittels Polymerase-Kettenreaktion (PCR) amplifiziert und unter Einschluss der konservierten Exon/Intron-Grenzen direkt sequenziert. Damit sind die Exons der Isoformen 1 NM_152263 und 3-5 (NM_001043351-3) des TPM3-Gens mit eingeschlossen.

NEM2

NEM2 ist eine autosomal rezessive Form der Strukturmyopathien. Mutationen im 183 Exon großen NEB-Gen führen zu Störungen der Muskelstruktur, da die dünnen Filamente fehllokalisiert sind, welche notwendig sind für die korrekte Funktion der Muskelkontraktion. Dies führt bei Betroffenen zu mehr oder weniger ausgeprägter Muskelschwäche. Bei frühem Erkrankungsbeginn kann das Fehlen von NEB zum Versagen des Zwerchfells und der Atemmuskulatur führen.

Methode

Für die Mutationsanalyse wird eine „hot spot“-Analyse von 75 der 183 Exons des NEB-Gens (59 PCR-Systeme; NM_001164507; NEM2) mit angrenzenden Bereichen, in denen die ca. 100 bekannten Mutationen lokalisiert sind, mittels PCR und direkter Sequenzierung durchgeführt.

NEM3

NEM3 ist eine hauptsächlich autosomal dominante und selten autosomal rezessiv vererbte Form der oft sehr schwer verlaufenden kongenitalen Strukturmyopathien. Mit mehr als 90 beschriebenen Mutationen im ACTA1-Gen ist das Gen eine der häufigsten Ursache für eine NEM. Vor allem bei schweren Verläufen handelt es sich vorwiegend um autosomal-dominante Neumutationen. Kinder mit Defekten im ACTA1-Gen sterben oft schon im ersten Lebensjahr. Auch das „floppy infant“-Syndrom bei Kindern können unter anderem durch Defekte im ACTA1-Gen hervorgerufen werden.

Methode

Für Mutationsanalysen im ACTA1-Gens (NM_001100; NEM3) werden die 7 Exons mittels Polymerase-Kettenreaktion (PCR) amplifiziert und unter Einschluss des UTR und der konservierten Exon/Intron-Grenzen direkt sequenziert.

NEM4

TPM2-Protein ist wichtig für die Calcium-abhängige Regulation der Kontraktion der gestreiften Muskel des Troponin Komplexes in Vertebraten. Mutationen im TPM2-Gen führen daher zu Strukturveränderungen im Muskel. Bei Betroffenen der autosomal dominant vererbten NEM4 ist der Krankheitsbeginn wie bei NEM1 im frühen Kindsalter und ist auch charakterisiert durch Muskelhypotonie, langsam progressive Schwäche der Gesicht-, Halsbeuger- und proximalen Muskulatur der Gliedmaßen. Zusätzlich finden sich Arthrogryposis, Lordose und Kyphoskoliose von Geburt an.

Methode

Für Mutationsanalysen im TPM2-Gens (NEM4) werden die 10 Exons mittels Polymerase-Kettenreaktion (PCR) amplifiziert und unter Einschluss der konservierten Exon/Intron-Grenzen direkt sequenziert. Damit sind die Exons der Isoformen 1 (NM_003289) und 2 (NM_213674) des TPM2-Gens mit eingeschlossen.

NEM5

Die mit TNNT1 assoziierte Form der Nemalinen Myopathie (NEM5), die mit einem letalen Krankheitsverlauf innerhalb der ersten zwei Lebensjahre einhergeht, wurde bisher nur in Personen der „Old Order Amish“ Gemeinde beschrieben. Patienten mit dieser autosomal rezessiv vererbten Erkrankung zeigen Tremor mit Kontrakturen in Schulter und Hüftgelenk und entwickeln schon frühzeitig eine Trichterbrust.

Methode

Für Mutationsanalysen im TNNT1-Gens (NM_003283; NEM5) werden die 14 Exons mittels Polymerase-Kettenreaktion (PCR) amplifiziert und unter Einschluss der konservierten Exon/Intron-Grenzen direkt sequenziert.

NEM6

NEM6 wird autosomal dominant vererbt, beginnt in der Kindheit und hat im Vergleich mit anderen NEM-Formen einen langsam progedienten Verlauf. Charakteristisch für NEM6–Patienten sind langsame Bewegungen und Koordinationsschwierigkeiten beim Fallen. Inzwischen wurden drei Mutationen im KBTBD13-Gens identifiziert, die zur NEM6 führen.

Methode

Für Mutationsanalysen im KBTBD13-Gens (NM_001101362; NEM6) wird das 1377 bp große Exon mittels Polymerase-Kettenreaktion (PCR) in 4 Abschnitten amplifiziert und unter Einschluss von Teilen der UTRs und der konservierten Exon/Intron-Grenzen direkt sequenziert.

NEM7

NEM7 ist eine autosomal rezessiv vererbte congenitale Myopathie mit verzögerter motorischer Entwicklung, allgemeiner Muskelschwäche und Muskelschwund. Bei Mutationen im TPM2-Gen sind in der Muskelbiopsie charakteristische Nemalinkörper und auch Fasern mit minicores im Muskel erkennbar.

Methode

Für Mutationsanalysen im CFL2-Gens (NM_021914; NEM7) werden die 4 Exons mittels Polymerase-Kettenreaktion (PCR) amplifiziert und unter Einschluss der konservierten Exon/Intron-Grenzen direkt sequenziert.

NEM8

NEM8 ist eine autosomal rezessive zumeist schwer verlaufende Form der Nemalinen Myopathie. KLHL40 ist wichtig für die Muskelentwicklung und –funktion. Krankheitszeichen erkrankter Individuen sind schwer und charakteristisch. Sie umfassen fetale Akinese, Hypokinese, Kontrakturen und Frakturen, Atemprobleme und Schluckstörungen nach der Geburt.

Methode

Für Mutationsanalysen im KLHL40-Gens (NM_152393; NEM8) werden die 6 Exons mittels Polymerase-Kettenreaktion (PCR) amplifiziert und unter Einschluss der konservierten Exon/Intron-Grenzen direkt sequenziert.
NGS (next generation sequencing) Exombasierte Panel-Analyse
Zusätzlich sind die o.g. Gene Bestandteil unseres NGS-Muskelpanels. Diese Panelanalyse kann momentan nur auf Anfrage und nach Einzelfallgenehmigung durch die Krankenkassen durchgeführt werden.

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Dauer der Untersuchung: bis zu 4 Wochen nach Probeneingang
Kosten: auf Anfrage

Weitere Informationen zur Nemalinen Myopathie:

[1] Datenbank NCBI GeneReviews
[2] KBTBD13: Sambuughin et al 2010
[3] KLHL40: Ravenscroft et al 2013

Neurodegeneration with brain iron accumulation (NBIA) *

OMIM: 234200 (NBIA1), 256600 (NBIA2)

Hintergrund

Bei der NBIA (neurodegeneration with brain iron accumulation; früher Hallervorden-Spatz-Syndrom, HSS) handelt es sich um eine heterogene Gruppe von Erkrankungen mit den Hauptmerkmalen Neurodegeneration und Eisenspeicherung im Gehirn.

NBIA1

Eine spezifische Unterform der Erkrankungsgruppe (NBIA1, auch als pantothenate kinase-associated neurodegeneration, PKAN bezeichnet) wird durch Mutationen im PANK2-Gen verursacht. Klinisch lassen sich zwei Verlaufsformen der PKAN unterscheiden:

klassische Form: Die Patienten zeigen schon früh, meist um das 3. oder 4. Lebensjahr, in aller Regel aber vor dem 8. Lebensjahr, erste Symptome wie Gang- und Haltungsunsicherheit. Dystone Bewegungsstörungen (zuerst an Kopf und Extremitäten, später auch am Rumpf), Muskelrigidität oder Choreoathetose kommen im Verlauf meist hinzu, aber auch Spastik und Hyperreflexie mit vorhandenen Pyramidenbahnzeichen werden beschrieben. Ein Teil der Kinder zeigt einen Abbau geistiger Fähigkeiten. In der Regel kommt es im Laufe von 10-15 Jahren zum Verlust der Gehfähigkeit. Viele Patienten zeigen eine Pigment-Retinopathie.
atypische Form: Der Krankheitsbeginn ist in der Regel später (selten in der 3. Dekade), der Verlauf milder als bei der klassischen Form. Initial können psychiatrische Symptome wie Depression oder Psychosen vorherrschend sein. Auch Sprachstörungen treten bei vielen Patienten schon frühzeitig auf. Extrapyramidale Symptome, dystone und rigide Muskelveränderungen sind milder ausgeprägt als bei der klassischen Form. Die Gehfähigkeit bleibt meist über längere Zeit erhalten. Retinaveränderungen sind insgesamt seltener. Ein Teil der Patienten zeigt im Verlauf dementielle Entwicklung. Manchmal entwickeln sich Krampfleiden.

Bei beiden Formen finden sich in der Regel charakteristische Veränderungen im T2-gewichteten MRT. Es zeigen sich hypointense Zonen im Gebiet des Globus pallidus und der Substantia nigra, in die ein hyperintenser Kern eingelagert ist. Dieses „Tigeraugenphänomen“ scheint sehr spezifisch für NBIA1 zu sein.

PKAN folgt einem autosomal-rezessiven Erbgang, d.h. die Eltern der Patienten sind in der Regel beide heterozygote Anlageträger, zeigen aber selbst keine Symptome. Das statistische Erkrankungsrisiko für jedes Kind solcher Paare beträgt 25%. Das für PKAN verantwortliche Gen wurde 2001 auf Chromosom 20p13 identifiziert. Bei ~50% der NBIA-Patienten und bei praktisch allen Patienten mit klar definiertem PKAN-Phänotyp (incl. Tigeraugenphänomen) finden sich Mutationen im PANK2-Gen. Dieses kodiert für die Pantothenatkinase 2, welche an der Synthese von Coenzym A aus dem Vitamin B5 beteiligt ist. Eine kausale Therapie existiert bis jetzt nicht. Nach Entdeckung des verantwortlichen Gens sind Behandlungsansätze zur Beeinflussung des Vitamin B5-Stoffwechsels denkbar, im Moment aber noch nicht klinisch etabliert.

NBIA2

Unter NBIA2 werden Erkrankungen zusammengefasst, die durch Mutationen im PLA2G6-Gen hervorgerufen werden (auch als PLA2G6-assoziierte Neurodegenration, PLAN bezeichnet). Auch hierfür sind verschiedene Verlaufsformen beschrieben:

infantile neuroaxonale Dystrophie (INAD): Typisch für diese Verlaufsform sind im Kindesalter beginnende progressive motorische und mentale Degeneration, zerebelläre Ataxie, Muskelhypotonie, Hyperreflexie und Tetraparese. Relativ häufig werden Optikus- und Kleinhirnatrophie beobachtet.
atypische neuroaxonale Dystrophie: Diese Verlaufsform ist in der Regel durch späteren Beginn und langsameren Verlauf gekennzeichnet. Neben zerebellärer Atrophie, Opticusatrophie, progressiver Dystonie und Dysarthrie werden oft Sprachprobleme und gestörte soziale Interaktion beobachtet.

Im MRT zeigt sich statt des typischen Tigeraugenphänomens oft eine Hypointensität im Globus pallidus ohne zentrale Hyperintensität.

NBIA2 folgt einem autosomal-rezessiven Erbgang, d.h. die Eltern der Patienten sind in der Regel beide heterozygote Anlageträger, zeigen aber selbst keine Symptome. Das statistische Erkrankungsrisiko für jedes Kind solcher Paare beträgt 25%. Das für NBIA2 verantwortliche Gen (PLA2G6) wurde 2006 auf Chromosom 22q12-q13 identifiziert. Es kodiert für die kalzium-unabhängige Gruppe VI-Phospholipase A2, die eine wichtige Rolle für die Homöostase der Zellmembranen spielt. Mutationen führen zu einer Störung des Phospholipid-Stoffwechsels und dadurch zu einer abnormen Eisenspeicherung in den Gehirnzellen. Eine kausale Therapie existiert bislang nicht.

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Aus der Blutprobe wird genomische DNA isoliert und die kodierende Sequenz der PANK2– und/oder PLA2G6-Gene mittels Sequenzanalyse untersucht. Eine MLPA-Analyse zur Untersuchung auf Deletionen/Duplikationen wird angeschlossen. Zusätzlich sind die Gene auch Bestandteil eines NGS-Panels.

Dauer der Untersuchung: 4-6 Wochen pro Gen nach Probeneingang
Kosten: auf Anfrage

MLPA: Akkreditiertes Verfahren nach DIN EN ISO 15189:2024

Neurofibromatose Typ 1 (NF1) *

OMIM: 162200 (Neurofibromatosis, type 1), 601321 (Neurofibromatosis-Noonan syndrome), 162210 (Neurofibromatosis, familial spinal), 607785 (Leukemia, juvenile myelomonocytic), 613113 (Melanoma, desmoplastic neurotrophic), 193520 (Watson syndrome)

Hintergrund

Die Neurofibromatose Typ 1 (NF1) gehört zu den autosomal dominanten Erkrankungen und wird durch Mutationen im NEUROFIBROMIN 1-Gen (613113) ausgelöst. Bei NF1 treten multiple Café-au-Lait Flecken, Lisch-Knötchen, axilläres freckling und fibromatöse Tumore der Haut auf. Betroffene haben ein erhöhtes Risiko, gut- und bösartige Tumore zu entwickeln. Die Inzidenz der Erkrankung wird auf 35-40 auf 100.000 geschätzt.
In seltenen Fällen weisen Patienten mit homozygoten oder compound heterozygoten Mutationen in mismatch-Reparaturgenen (z.B. MLH1, MSH2) in der frühen Manifestationsphase milde Phänotypen, die der der NF1 ähneln, insbesondere die Café-au-Lait-Flecken. Dieses Phänomen wird als mismatch cancer syndrome oder brain tumor-polyposis syndrome-1 oder Turcot Syndrom bezeichnet.
NF1 war die erste erbliche Tumorerkrankung, deren Genetik aufgeklärt wurde. Das NF1-Gen liegt auf Chromosom 17q11.2, es kodiert für ein den intrazellulären Signalpfad modulierendes Protein. Das NF1-Gen umspannt ~400.000 Basenpaare. In einem großen Intron des NF1-Gens finden sich drei weitere Gene in entgegengesetzter Leserichtung: OMPG, EVI2A und EVI2B. Am NF1 Lokus sind Translokationen, Deletionen, Insertionen und Punktmutationen beschrieben. Die über 50 Exons des Gens codieren für verschieden große mRNAs. Der offene Leserahmen codiert für ein Polypeptid von ~2.500 Aminosäuren. Das NF1-Protein zeigt Sequenz-Homologien mit dem von Säugetieren bekannten GAP (GTPase aktivierendes Protein) und den IRA1 und IRA2 Genen der Hefe. Defekte GAPs können mitogene Signale nicht abschalten, die Zellen proliferieren unkontrolliert.

Klinik

Erste NF1-Anzeichen sind oft Café-au-Lait Flecken in den ersten Lebensjahren oder schon bei Geburt. Anzahl und Größe der Café-au-Lait Flecken korrelieren weder mit dem Schweregrad der Erkrankung noch mit der Tendenz zur bösartigen Entartung. Als klinisches Kriterium müssen mindestens 6 Café-au-Lait Flecken (Durchmesser 0,5cm vor der Pubertät; 1,5 cm nach der Pubertät). Axilliäres und inguinales freckling tritt meist zwischen dem 3.-5. Lebensjahr auf. Neurofibrome sind gutartige Schwann-Zell Tumore, die nach Lokalisation klassifiziert werden. Diese Tumore können fokal- oder diffus-kutan, nodular- oder diffus-plexiform und spinal auftreten. Ausschließlich plexiforme Tumore entarten.
Lisch-Knötchen (bei >80% der NF1-Patienten) sind kleine, rundliche, scharf begrenzte und leicht erhabene Veränderungen in der Regenbogenhaut mit hellen, gelblich-bräunlichen Farbtönen. Das Vorhandensein korreliert mit dem Schweregrad der Hautmanifestation sowie mit dem Vorliegen einer familiären NF1. Nervus opticus Gliome sind histologisch pilozytische Astrocytome und häufigste Ursache für intracranial bösartige NF1-Tumore.
Knochenfehlbildungen, welche durch Mutationen im NF1-Gen verursacht werden, bedingen kleine Statur, Skoliose, Asymmetrie des Kopfes und Tibiapseudarthrose. Bei pathologischen Frakturen oder habituellen Luxationen sind chirurgische Eingriffe notwendig.

Diagnose

Basierend auf den Richtlinien der National Institutes of Health Consensus Development Conference on Neurofibromatosis liegt eine NF1 bei einem Betroffenen vor, wenn mindestens 2 der folgenden Kriterien erfüllt sind:

>6 Café-au-Lait Flecken
axilläres freckling
≥2 Lisch-Knötchen
Nervus opticus-Gliom
Knochen-Fehlbildungen (s.o.)
≥1 an NF1 betroffenen erstgradig Verwandten

Vererbung

Die NF1 gehört zu den autosomal dominant vererbten Tumorerkrankungen. Wenn ein mutiertes Allel ererbt ist, wird die Erkrankung nach dem Prinzip des second hits (Auftreten einer 2. pathogenen Mutation auf dem Normal-Allel) ausgelöst. 50% der NF1-Fälle sind durch Neumutationen bedingt. Betroffene Elternteile vererben mit einer Wahrscheinlichkeit von 50 % die Erkrankung an ihre Kinder.

Therapie
Eine kausale Therapie der NF 1 ist derzeit noch nicht möglich, jedoch werden Neurofibrome und Tumore operativ entfernt (ausnahmsweise bestrahlt). Nach genauer Risiko-Nutzen-Abwägung werden üblicherweise nur solche Veränderungen entfernt, die sich bösartig entwickeln könnten. Schwere neurologische oder orthopädische Symptome, gravierende kosmetische Probleme und drohende Erblindung stellen Operationsindikationen dar.

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

EDTA-Blutproben für molekulargenetische Untersuchungen können in der Regel ungekühlt mit der Post verschickt werden.
Bitte beschriften Sie alle Probengefäße eindeutig mit Namen und Geburtsdatum des Patienten. Nicht eindeutig beschriftete Proben können nicht bearbeitet werden.
Bitte benutzen Sie unsere Anforderungsscheine (incl. Patienteneinverständnis-Erklärung). Hier können alle erforderlichen Angaben zur Anforderung von Untersuchungen eingetragen werden.

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Die NF1-Diagnostik wird stufenweise durchgeführt. Nach der Isolation genomischer DNA aus der Blutprobe wird initial mittels MLPA (Multiplex Ligation-dependent Probe Amplification) die NF1-Stufendiagnostik eingeleitet. Falls keine pathogenetisch relevante Duplikation/ Deletion nachweisbar ist, wird die DNA-Sequenz aller kodierenden Bereiche inkl. angrenzender intronischer Regionen analysiert.

Dauer der Untersuchung: bis zu 4-8 Wochen nach Probeneingang
Kosten: auf Anfrage

Akkreditiertes Verfahren nach DIN EN ISO 15189:2024

Neurofibromatose Typ 1–ähnliches Syndrom (NF1-like), Legius Syndrom

OMIM: 611431 (NFLS)

Hintergrund

Das Neurofibromatose Typ 1-ähnliche (NF1-like) Syndrom wird autosomal dominant vererbt und durch Mutationen im SPROUTY-RELATED, EVH1 DOMAIN CONTAINING 1-Gen (SPRED1) ausgelöst. Bei NF1-like treten multiple Café-au-Lait Flecken ohne Tumore bzw. Neurofibrome wie bei NF1 auf, wobei selten zusätzliche klinische Symptome beobachtet werden (s.u.). Das klinische Beschwerdebild wurde bislang definiert anhand von <200 molekulargenetisch gesicherten NF1-like Fällen. Das SPRED1-Gen (auf Chromosom 15q14) kodiert für ein Protein, welches als Antwort auf Wachstumsfaktoren von Tyorsin-Kinasen phosphoryliert wird. SPRED1-Protein bildet Homodimere und Heterodimere mit SPRED2-Protein, und reguliert die Aktivierung der MAP Kinase-Signalkaskade.

Klinik

Erste NF1-like Anzeichen sind oft wie bei NF1 Café-au-Lait Flecken ohne Tumore/ Neurofibrome. Weitere klinische Symptome schließen freckling, Lipome, Makrocephalie, Lernschwierigkeiten/-behinderung, ADHD (Aufmerksamkeitsdefizit- / Hyperaktivitätsstörung) und Entwicklungsverzögerungen ein.

Diagnose

In unklaren Fällen sollte initial die molekulargenetische NF1-Absicherung stattfinden, da NF1 häufiger und die Mutationsdetektionsrate deutlich höher ist.

Mutationsdetektionsraten nach Messiaen et al. (2009):

43.4% für NF1 gegenüber 1.3% für SPRED1 bei Einzel-Fällen (kein anderes betroffenes Familienmitglied) wenn folgende Symptome vorliegen: >5 Café-au-Lait Flecken, ± freckling, ohne weitere NF1-Kriterien.
73.4% für NF1 gegenüber 19% in SPRED1 bei Individuen mit folgenden Symptomen: >5 Café-au-Lait Flecken, ± freckling, keine weiteren NF1-Kriterien und ein Elternteil mit Symptomen (>5 Café-au-Lait Flecken, ± freckling, keine weiteren NF1-Kriterien.

Vererbung

Wenn ein mutiertes NF1-like Allel ererbt ist, wird die Erkrankung nach dem Prinzip des second hits (Auftreten einer 2. pathogenen Mutation im Normal-Allel) ausgelöst. Betroffene Elternteile vererben mit einer Wahrscheinlichkeit von 50 % die Erkrankung an ihre Kinder.

Therapie

Eine kausale Therapie für NF1-like ist nicht verfügbar, jedoch können Verhaltenstherapie und Medikation z.B. bei Individuen mit ADHD helfen neben beispielweise chirurgischer Therapie für Lipome.

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Die NF1-like Diagnostik wird stufenweise durchgeführt. Nach Isolation genomischer DNA aus der Blutprobe wird initial mittels MLPA (Multiplex Ligation-dependent Probe Amplification) die NF1-like Stufendiagnostik eingeleitet. Falls keine pathogenetisch relevante Duplikation/ Deletion nachweisbar ist, wird die DNA-Sequenz aller kodierenden Bereiche inkl. angrenzender intronischer Regionen analysiert.

Dauer der Untersuchung: bis zu 4-8 Wochen nach Probeneingang
Kosten: auf Anfrage

Neurofibromatose Typ 2 (NF2) *

OMIM: 101000 (NF2)

Hintergrund

Neurofibromatose Typ 2 (NF2) wird autosomal dominant vererbt durch Mutationen im NEUROFIBROMIN 2-Gen (607379). Charakteristisch für NF2 sind Tumore (meist bilateral), die die acht Cranialnerven betreffen sowie Meningnome des Gehirns und Schwannome der Dorsalwurzel und des Rückenmarks. Die Inzidenz ist ~4 auf 100 000. NF2 kann auch einige symptome der NF1 aufweisen, mit Ausnahme der Lisch-Knötchen. Das NF2-Gen liegt auf Chromosom 22q12.2, es kodiert für das Protein MERLIN, welches kritisch für die Regulation der Kontakt-abhängigen Inhibition der Zellproliferation ist. Merlin vermittelt Zell-Zell Adhäsion und Transmembran-Kommunikation bzw. zum Aktin-Zytoskelett.

Klinik

NF2 weist ein breites klinisches Spektrum auf. In >90% der Fälle weisen Betroffene beidseitige Akustikus-Neurinome auf, welche größer sind als unilaterale Akustikus-Neurinome. Neben Akustikus-Neurinomen können spinale Raumforderungen auftreten, welche jedoch nur in ~40% der Fälle symptomatisch werden. Weitere klinische Zeichen der NF2 sind Neurofibrome der Haut, Hirnhaut sowie anderer Hirnnerven. Obwohl in >90% der NF2-Fälle Augensymptome vorliegen, werden NF1-typische Lisch-Knötchen nicht beobachtet sondern häufiger subcapsuläre Katarakte.

Diagnose

Basierend auf den Richtlinien der National Institutes of Health Consensus Development Conference on Neurofibromatosis liegt NF2 vor, wenn mindestens eines der folgenden Kriterien erfüllt ist.

Gesichert:

1 bilaterale craniale Nervenveränderungen (CT oder MRI)
≥1 an NF2 betroffene erstgradig Verwandte

Vermutlich:

unilaterale craniale Nervenveränderung
mindestens 2 der folgenden Tumore: Neurofibrome, Meningnome, Gliome, Schwannome
juvenile subcapsuläre Katarakte

Vererbung

Wenn ein mutiertes NF2-Allel ererbt ist, wird die Erkrankung nach dem Prinzip des second hit (2. pathogene Mutation im Normal-Allel) ausgelöst. Betroffene Elternteile vererben mit einer Wahrscheinlichkeit von 50 % die Erkrankung an ihre Kinder. Meist liegt eine Neumutation bzw. ein Mosaik vor. Die Wahrscheinlichkeit einer Neumutation/Mosaik zur vererbten NF2 korreliert mit dem Erkrankungsalter: Je älter der Betroffene bei der Erstmanifestation ist, desto höher ist die Wahrscheinlichkeit einer Neumutation/Mosaiks.

Falls die initiale Untersuchung der Blut-DNA keine Mutation zeigt, sollte, um das Vorliegen einer Neumutation/Mosaiks auszuschließen, Tumor-DNA charakterisiert werden.

Therapie

Kausale Therapie der NF2 ist derzeit noch nicht möglich, Neurofibrome und Tumore werden operativ entfernt (selten bestrahlt), nach genauer Risiko-Nutzen-Abwägung üblicherweise nur solche Veränderungen, die weiter entarten könnten. Schwere neurologische oder orthopädische Symptome, gravierende kosmetische Probleme und drohende Erblindung stellen Operationsindikationen dar.

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Die NF2-Diagnostik erfolgt stufenweise. Nach Isolation genomischer DNA aus Blut/Tumor wird zunächst eine MLPA (Multiplex Ligation-dependent Probe Amplification) durchgeführt. Falls keine pathogenetisch relevante Duplikation/Deletion nachweisbar ist, wird die DNA-Sequenz aller kodierenden Bereiche inkl. angrenzender intronischer Regionen analysiert.

Dauer der Untersuchung: bis zu 4-8 Wochen nach Probeneingang
Kosten: auf Anfrage

Akkreditiertes Verfahren nach DIN EN ISO 15189:2024

Niemann Pick Typ C

OMIM: 257220 (NP C1;D), 607623 (NPC1), 607625 (NP C2), 601015 (NPC2)

Hintergrund

Niemann-Pick Erkrankungen (NP) gehören zur Gruppe der autosomal rezessiv vererbten Leukodystrophien oder Lipidspeicherkrankheiten, wobei sich auf Grund von genetischen Defekten in lipidtransportierenden Proteine Fette in unterschiedlichen Geweben ablagern und damit unter anderem Störungen in Gehirn und Leber verursachen. NP wird, je nachdem welches Protein betroffen ist, in die Typen A und B (Sphingomyelinlipidosen) und C unterteilt. NP A und B beginnen bereits in der frühen Kindheit wobei Typ A rasch und Typ B eher langsam progredient verläuft. Ursächlich für diese Formen sind Mutationen im Sphingomyelin phosphodiesterase-(SMPD1)-Gen. Typ A ist mit einem Anteil von 85% die häufigste Form gefolgt von Typ B mit 10% (Typ C 5%). NPC 1&2 sind durch sehr variablen Krankheitsbeginn und klinische Phänotypen gekennzeichnet. Krankheitssymptome können beim Typ C sowohl im frühen Kindsalter wie auch noch im Erwachsenenalter auftreten. Bei den juvenilen Verlaufsformen treten Verhaltensauffälligkeiten, Ataxie, Dysarthrie, Dysphagie, Dystonie, Kataplexie, vertikaler Blickparese, Splenomegalie und demenzielle Entwicklung auf. Bei den Erwachsenen-Formen kommen besonders häufig Demenz und Psychosen vor aber auch Dysarthrie, Ataxie, Splenomegalie oder vertikale Blickparese. Alle Verlaufsformen sind durch progressive Neurodegeneration charakterisiert, die rasch zu Demenz und Tod führt. Ursächlich für NPC 1&2 sind Mutationen entweder im Niemann-Pick1-(NPC1)- [95% der Familien] oder im NPC2-Gen. Die exakte Funktion der Proteine ist noch nicht bekannt, sie spielen eine Rolle beim lysosomalen und endosomalen Transport von Cholesterin, Glykolipiden und anderen Molekülen Die Diagnostik erfolgt durch einen Filipin Test (Anfärbung des unveresterten CholesteroI in Fibroblasten, da die Chitotriosidas-Aktivität moderat gesteigert ist [1;2;3;4].

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Aus der Blutprobe wird genomische DNA isoliert, und für Mutationsanalysen im NPC1-Gen (NM_000271) werden die 25 codierenden Exons und im NPC2-Gen (NM_006432) fünf Exons mittels Polymerase-Kettenreaktion (PCR) amplifiziert und unter Einschluss der konservierten Exon/Intron Grenzen direkt sequenziert. Zusätzlich kann ein Duplikations- bzw. Deletions-screening mittels Multiplex ligation dependent probe amplification (MLPA) der Gene NPC1 und NPC2 (MRC Holland; P193-A2) durchgeführt werden.

Dauer der Untersuchung: bis zu 4 Wochen nach Probeneingang
Kosten: auf Anfrage

Zusätzliche Information über Niemann Pick Typ C:

[1] Niemann Pick Selbsthilfegruppe e.V. Deutschland
[2] Datenbank Orphanet
[3] Datenbank NCBI GeneReviews
[4] Sevin et al.; The adult form of Niemann–Pick disease type C, Brain (2007), 130, 120–133

Rett- und atypisches Rett-Syndrom sowie X-gekoppelte mentale Retardierung *

OMIM: 312750 (Rett syndrome), 300419 (Mental Retardation, X-linked),
613454 (Rett syndrome, congenital variant)

Hintergrund

Die klassische Rett-Symptomatik wird durch Mutationen im MeCP2-Gen verursacht. Das MeCP2-Gen kodiert für Methyl CpG-bindendes Protein 2, welches die Transkription diverser Gene reguliert. Das MeCP2-Gen ist auf Xq28 lokalisiert. Rett-Syndrom ist eine progressive Erkrankung der neuronalen Entwicklung, welche hauptsächlich bei Mädchen auftritt.

Bei der atypischen Form des Rett-Syndroms können neben Mutationen im MeCP2-Gen auch Mutationen in den Genen FOXG1 und CDKL5 für das Beschwerdebild verantwortlich sein. Das FOXG1-Gen befindet sich auch Chromosom 14q13, die genaue Funktion des forkhead box G1-Proteins ist noch unbekannt. Das CDKL5-Gen befindet sich auf dem X-Chromosom (Xp22) und kodiert für das cyclin-dependent kinase-like 5-Protein, welches Proteinkinase-Aktivität aufweist und in verschiedenen Signalkaskaden eine wichtige Rolle spielt. Mutationen in diesem Gen wurden mit Rett-Syndrom wie auch mit X-gekoppelter mentaler Retardierung assoziiert. Die X-gekoppelte mentale Retardierung, welche auch ein klinisches Merkmal des Rett-Syndroms ist, kann auch durch Mutationen im ARX-Gen verursacht werden (Xp21.3). Das ARX-Gen kodiert für aristaless related homeobox-Protein, es wird während der Gehirnentwicklung exprimiert.

Klinische Diagnose

Beim MeCP2-induzierten Rett-Syndrom unterscheidet man zwischen der klassischen und der atypischen Form. Bei der klassischen Form ist die psychomotorische Entwicklung während den ersten 6 bis 18 Lebensmonaten normal, gefolgt von kurzer Stagnation mit anschließender rascher Regression der sprachlichen und motorischen Fähigkeiten, welche dann stabil bleiben. Während der Regressionsphase treten charakteristische stereotype Handbewegungen auf neben Schrei- und Panikattacken, Weinkrämpfen, autistischen Zügen, Zähneknirschen, episodischer Apnoe oder Hyperpnoe, Gang-Ataxien und Apraxien, Tremor, Krampfanfällen sowie zunehmender Mikrocephalie. Auch atypische Formen des Rett-Syndroms werden zunehmend anhand von Mutation im MeCP2-Gen nachgewiesen (DD: Angelman-Syndrom, mentale Retardierung mit spastischem Tremor, milde Lernbehinderung / Autismus). Nachfolgende Kriterien lassen die typische und die atypische Rett-Symptomatik unterscheiden.

Klassisches Rett-Syndrom

notwendige Symptome:

normale prä- und perinatale Entwicklung
normale psychomotorische Entwicklung während den ersten 6 Monaten
normaler Kopfumfang bei Geburt
postnatale Verlangsamung des Kopfwachstums bei den meisten Betroffenen
Verlust willkürlicher Handbewegungen zwischen dem 6.-30. Monat
Hand-Stereotypen
sozialer Rückzug, Kommunikationsstörungen, Sprachverlust sowie erschwerte Fortbewegung

unterstützende Symptome:

Atemschwierigkeiten während des Wachseins
Zähneknirschen
Schlafstörungen
unnormaler Muskeltonus
periphere vasomotorische Beschwerden
progressive Kyphose oder Skoliose
Wachstumsretardierung
kleine (kalte) Füße und/oder Hände

Ausschluss:

Speichererkrankung bzw. angeborene Stoffwechselstörung
Katarakt, Retinopathie oder optische Atrophie
Vor- oder Nachgeburtliche Hirnschädigung
schwere Kopftraumata oder Infektionen mit neurologischen Fehlfunktionen

Atypisches Rett-Syndrom

Einschlusskriterien:

≥3 der 6 notwendigen Kriterien
≥5 der 11 unterstützenden Kriterien

Primäre Merkmale:

Reduktion oder Fehlen von handmotorischen Fähigkeiten
Verlust oder Einschränkung der Sprache
Handstereotypen
Verlust oder Einschränkung der kommunikativen Fähigkeiten
Abnahme des Kopfwachstums seit früher Kindheit
initiale Abnahme der Interaktion, welche sich später wieder teilweise normalisiert

Unterstützende Merkmale:

Atemschwierigkeiten bzw. Unregelmäßigkeiten
Zähneknirschen
abdominales Aufblähen oder Luftverschlucken
gestörte Bewegungsabläufe
Kyphose oder Skoliose
Muskelschwund an unteren Extremitäten
Schlafstörungen
kalte, verfärbte sowie kleine Füße
unerklärliche Phasen von Schrei- und Lachanfällen
verminderte Schmerzsensitivität
intensiver Augenkontakt und/oder Augenfixierung

Wenn keine Mutationen im MeCP2-Gen vorhanden sind, wird bei fortbestehendem klinischem Verdacht auf (atypisches) Rett-Syndrom die molekulargenetische Abklärung der FOXG1-, CDKL5– und ARX-Gene in Betracht gezogen.

Vererbung

Die MeCP2-, ARX und CDKL5-Gene sind X-chromosomal lokalisiert, Mutationen werden hier meist vom Vater vererbt. Es erkranken fast ausschließlich Mädchen; Jungen erkranken nur, wenn die Mutation von der Mutter vererbt wird. Das FOXG1-Gen befindet sich auf Chromosom 14. Mutation können hierbei Teilen von Vater oder Mutter vererbt werden.

Therapie

Die Therapie ist symptomatisch und sollte auch die psychosoziale Unterstützung der Familienmitglieder umfassen.

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Die MeCP2-Diagnostik erfolgt stufenweise. Nach Isolation genomischer DNA aus Blut wird zunächst eine MLPA (Multiplex Ligation-dependent Probe Amplification) durchgeführt. Falls keine pathogenetisch relevante Duplikation/Deletion nachweisbar ist, werden die DNA-Sequenzen aller kodierenden Bereiche inkl. angrenzender intronischer Regionen analysiert.

Für die Gene FOXG1, CDKL5 und ARX werden nach Auftragserteilung die gesamten kodierenden Regionen sowie angrenzende nicht-kodierenden Bereiche direkt sequenziert. Zusätzlich sind die Gene auch Bestandteil eines NGS-Panels.

Dauer der Untersuchung: bis zu 3-6 Wochen nach Probeneingang
Kosten: auf Anfrage

MeCP2-Gen MLPA: Akkreditiertes Verfahren nach DIN EN ISO 15189:2024

Schimke-Dysplasie

OMIM: 242900 (Schimke Dysplasia), 606622 (SMARCAL1)

Hintergrund

Die immuno-ossäre Dysplasie Typ Schimke (Schimke immunoosseous dysplasia; SIOD) ist eine autosomal-rezessiv vererbte Erkrankung mit pleiotropen Veränderungen im Skelett, Niere, Haut und Immunsystem. Die Erkrankung geht einher mit primordialem Kleinwuchs, Immundefizienz, Knochenmarkversagen, zerebralen Ischämien, hyperpigmentierten Makulae, feinem Haar, spondylo-epiphysärer Dysplasie. Progrediente Niereninsuffizienz, Knochenmarkversagen und/oder zerebrale Ischämie bedingen die infauste Prognose. Therapeutische Optionen beinhalten neben Wachstumhormon, hämatopoetischen Faktoren, antihypertensiver Therapie, Infektionsprophylaxe und Thrombozytenaggregationshemmung ggf. Nierentransplantation und Transplantation von hämatopoetischen Stammzellen.

Als Ursache für das Erkrankungsbild sind Mutationen im SMARCAL1 (SWI/SNF related, matrix associated, actin dependent regulator of chromatin, subfamily a-like 1)-Gen, dessen Genprodukt Bestandteil eines Multiprotein-Komplexes ist, der eng mit Funktion und Struktur des Chromatins verbunden ist. Inzwischen sind ~30 Mutationen im SMARCAL1-Gen (2q34-q35; 18 Exons) bekannt.

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Aus der Blutprobe wird genomische DNA isoliert, und für Mutationsanalysen im SMARCAL1-Gen (NM_014140) werden die 17 kodierenden Exons mittels Polymerase-Kettenreaktion (PCR) amplifiziert und unter Einschluss der konservierten Exon/Intron Grenzen direkt sequenziert. Zusätzlich kann ein Duplikations- bzw. Deletions-screening mittels Multiplex ligation dependent probe amplification (MLPA) des SMARCAL1-Gens (Sobek et al. 2012) durchgeführt werden.

Dauer der Untersuchung: bis zu 4 Wochen nach Probeneingang
Kosten: auf Anfrage

Zusätzliche Informationen über Schimke Dysplasie:

Datenbank Orphanet
Datenbank NCBI GeneReviews

Titinopathie (LGMD2J)

OMIM: 608807 (LGMD2J), 600334 (TMD), 188840 (TTN)

Hintergrund

Kürzlich zeigten Studien, dass C-terminale Mutationen im TITIN (TTN)-Gen ursächlich für eine autosomal dominant vererbte, distale Myopathie, die tibiale Muskeldystrophie (TMD) und die LGMD2J (Hackman et al 2002; Van den Bergh et al 2003) sind als allelische Formen der Titinopathie. Zusätzlich wurden in den letzten Exons des TTN-Gens Insertionen/Deletionen in finnischen Patienten mit LGMD-Phänotyp nachgewiesen (Udd et al 2005). Dieser Bereich in der M-Linie des Titin-Moleküls beinhaltet die Bindestelle für ein weiteres wichtiges Muskelprotein, das Calpain 3. Deshalb werden zur hot-spot Mutationsanalyse der LGMD2J nur die letzten beiden Exons des TTN-Gens (366 und 367) untersucht.

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Aus der Blutprobe wird genomische DNA isoliert, und für die hot-spot Mutationsanalysen mittels PCR werden die letzten beiden Exons des TTN-Gens (Exons 366 und 367) amplifiziert und direkt sequenziert. Zusätzlich ist das Gen Bestandteil unseres NGS-Muskelpanels.

Dauer der Untersuchung: bis zu 3 Wochen nach Probeneingang
Kosten: auf Anfrage

Hackman, P.; Vihola, A.; Haravuori, H.; Marchand, S.; Sarparanta, J.; de Seze, J.; Labeit, S.; Witt, C.; Peltonen, L.; Richard, I.; Udd, B. : Tibial muscular dystrophy is a titinopathy caused by mutations in TTN, the gene encoding the giant skeletal-muscle protein titin (2002) Am. J. Hum. Genet. 71: 492-500.

Udd B, Vihola A, Sarparanta J, Richard I, Hackman P.: Titinopathies and extension of the M-line mutation phenotype beyond distal myopathy and LGMD2J (2005) Neurology 64:636-642.

Van den Bergh, P. Y. K.; Bouquiaux, O.; Verellen, C.; Marchand, S.; Richard, I.; Hackman, P.; Udd, B.: Tibial muscular dystrophy in a Belgian family (2003) Ann. Neurol. 54: 248-251.

Tuberöse Sklerose (TSC)

OMIM: 191100 (TSC1), 613254 (TSC2), 605284 (TSC1-Gen), 191092 (TSC2-Gen)

Hintergrund

Die Tuberöse Sklerose (TSC, engl. tuberous sclerosis complex, auch Morbus Bourneville-Pringle genannt) ist eine autosomal dominant vererbte Multisystemerkrankung mit praktisch vollständiger Penetranz. Kennzeichnend für die TSC sind multiple Läsionen unzureichender Gewebedifferenzierung, meist in Kombination mit vermehrten Zellteilungen und gutartiger Tumorbildung, sogenannte Hamartome. Diese können in fast jedem Gewebe und Organsystem auftreten, wobei insbesondere Haut (>90%), Gehirn (~90%), Nieren (70-90%), Augen (50%), Herz und Lunge betroffen sind. Das klinische Erscheinungsbild der TSC ist je nach Manifestationsort der Läsionen sehr variabel und kann milde Ausprägungsformen mit hellen Hautflecken aber ohne neurologische Beeinträchtigungen sowie schwere Formen mit Epilepsie, mentaler Retardierung und Autismus hervorrufen. Alle Symptome treten fakultativ auf, sodass sie nicht zwingend bei allen Betroffen nachzuweisen sind.
Genetische Ursache der TSC sind inaktivierende Mutationen in einem der beiden Tumorsupressor Genen: TSC1 (9q34) bestehend aus 23 Exons (davon 21 Protein-kodierend) und TSC2 (16p13.3) aus 42 Exons (davon 41 Protein-kodierend), die entsprechend für die Genprodukte Hamartin und Tuberin kodieren. Diese Proteine bilden gemeinsam einen Protein-Komplex, der eine zentrale inhibierende Funktion im mammalian target of rapamycin (mTOR)-Signalweg besitzt und so verschiedene Prozesse wie Zellwachstum und Proliferation kontrolliert. Durch Mutationen in den TSC-Genen geht deren inaktivierende Regulationsfunktion im mTOR-Signalweg verloren und führt zu dessen Hyperaktivierung und damit zu einer vermehrten Zellproliferation in TSC-abhängigen Läsionen.
Die Inzidenz von TSC wird auf 1:6.000 Lebendgeburten geschätzt, wobei etwa 2/3 aller Fälle (~70%) sporadisch auftreten d.h. auf Neumutationen zurückzuführen sind. Sporadische TSC-Erkrankungen werden zu einem Großteil durch Mutationen im TSC2-Gen verursacht und nur 10-20% dieser Fälle durch Mutationen im TSC1-Gen. Bei familiärer TSC treten Mutationen in beiden TSC-Genen etwa gleich häufig auf. Die allgemeine Mutationsnachweisrate liegt bei Patienten mit klinisch gesicherter TSC-Diagnose bei mehr als 85%, wovon 69% Mutationen im TSC2– und 31% im TSC1-Gen aufweisen. Etwa 6% der identifizierten Mutationen sind größere Deletionen oder chromosomale Umbauten, wobei diese im TSC2-Gen häufiger auftreten als im TSC1-Gen. Hotspot-Regionen innerhalb der beiden TSC-Gene sind bisher nicht bekannt, allerdings treten Missense-Mutationen im TSC2-Gen um ein vielfaches häufiger auf als im TSC1-Gen und scheinen in der GTPase-aktivierendes Protein (GAP) bindenden Domäne des TSC2-Gens (Exon 35-39) zu clustern. Für einen geringen Anteil an TSC-Fällen kann die genetische Ursache durch molekulargenetische Analysen der TSC-Gene nicht aufgeklärt werden. Mögliche Gründe dafür könnten das Vorhandensein von somatischen Mosaiken oder von Mutationen in intronischen bzw. in regulatorischen Bereichen sein, die mit konventionellen Mutations-Screening Methoden nicht erfasst werden.
TSC1 (OMIM #191100): Mutationen im TSC1-Gen
TSC2 (OMIM #613254): Mutationen im TSC2-Gen

Erforderliches Probenmaterial

5-10 ml EDTA-Blut (2 Proben)

Schriftliche Einwilligungserklärung gemäß GenDG ist erforderlich!

Methode

Die TSC-Diagnostik erfolgt stufenweise. Nach Isolierung genomischer DNA aus Blut werden zunächst mittels direkter DNA-Sequenzierung alle kodierenden Bereiche inkl. angrenzender intronischer Regionen der Gene TSC1 und TSC2 analysiert. Falls keine pathogenetisch relevante Mutation nachweisbar ist, wird eine MLPA (Multiplex Ligation-dependent Probe Amplification) Analyse hinsichtlich größerer Stückverluste angeschlossen.

Dauer der Untersuchung: 6-8 Wochen nach Probeneingang (pro unters. Gen)
Kosten: auf Anfrage

Ansprechpartner:innen

Sekretariat Prof. Dr. med. Nguyen

Humangenetik
Gebäude MA 5
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Universitätsstraße 150
44801 Bochum

Telefon: 0234/32-23822
Fax: 0234/32-14196

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